جدول ۴-۲- مقایسه میانگین صفات رویشی و مرفولوژیک مورد بررسی در دو گونه مورد مطالعه ۵۱

جدول۴-۳- مقایسه میانگین صفات رویشی و مرفولوژیک مورد بررسی در تیمار­های آبی مختلف ۵۲

جدول۴-۴- نتایج تجزیه واریانس (میانگین مربعات) صفات فیزیولوژیکی مورد مطالعه ۵۳

جدول۴-۵- مقایسه میانگین صفات فیزیولوژیکی در دو گونه مورد مطالعه ۵۳

جدول۴-۶- مقایسه میانگین صفات فیزیولوژیکی در تیمار­های آبی مختلف ۵۴

جدول۴-۷- نتایج تجزیه واریانس(مقایسه میانگین) جذب عنصر… ۵۸

جدول۴-۸- مقایسه میانگین جذب عنصر در دو گونه مورد مطالعه ۵۶

جدول۴-۹- مقایسه میانگین جذب عنصردرتیمار­های آبی مختلف ۵۶

جدول۴-۱۰- شاخص تحمل به تنش (STI) در دو گونه مورد مطالعه ۵۹

جدول۴-۱۱- نتایج تجزیه واریانس (میانگین مربعات) صفات مورد مطالعه………………………………………………………………………۶۱

جدول ۴-۱۲- مقایسه میانگین صفات مورد بررسی در دو گونه مورد مطالعه…………………………………………………………………..۶۱

جدول ۴-۱۳- مقایسه میانگین صفات مورد بررسی در زمان­های مختلف…………………………………………………………………………۶۲

جدول ۴-۱۴- مقایسه میانگین صفات مورد بررسی در تیمار­های آبی مختلف………………………………………………………………….۶۲

جدول ۴- ۱۵- نتایج همبستگی پارامتر­های تبادلات گازی در گونه وی­ول………………………………………………………………………۶۳

جدول ۴-۱۶- نتایج همبستگی پارامتر­های تبادلات گازی در گونه بلوط ایرانی……………………………………………………………….۶۴

فهرست شکل­ها

عنوان صفحه

شکل۱-۱- واکنش زنجیره­ای پلی­مراز ۲۶

شکل ۱-۲- رونویسی ۲۷

شکل۱-۳- پردازش ۲۷

شکل ۱-۴- ترجمه ۲۸

شکل ۱-۵- نسخه برداری ­معکوس ۲۹

شکل ۴-۱- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت پتاسم برگ ۵۷

(( اینجا فقط تکه ای از متن درج شده است. برای خرید متن کامل فایل پایان نامه با فرمت ورد می توانید به سایت feko.ir مراجعه نمایید و کلمه کلیدی مورد نظرتان را جستجو نمایید. ))

شکل۴-۲- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت سدیم برگ ۵۷

شکل۴-۳- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت سدیم ریشه ۵۸

شکل ۴-۴- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت نسبت سدیم به پتاسیم برگ ۵۸

شکل ۴-۵- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت نسبت سدیم به پتاسیم ساقه ۵۸

شکل۴-۶- تصویر ژل بار­گذاری شده…………………………………………………………………………………………………………………………………..۶۸

فصل اول:

مقدمه و کلیات

۱-۱- مقدمه و هدف

جنگل­­های زاگرس از گسترده­ترین اکوسیستم­های جنگلی در حال تخریب در ایران می­باشند و دومین اکوسیستم طبیعی بعد از جنگل­های شمال محسوب می­شوند که از لحاظ حفاظت آب و خاک و مسائل اقتصادی، اجتماعی اهمیت بالایی دارد (حسینی و همکاران، ۱۳۸۷). بنابراین احیاء و غنی­سازی این جنگل­ها با گونه­ های مختلف جنس بلوط که مهمترین جنس تشکیل دهنده آن است، ضروری می­باشد (ذوالفقاری، ۱۳۸۷). اما جنگل­های زاگرس به دلیل داشتن اقلیم مدیترانه­ای، دارای فصل خشک طولانی در طی دوره­ رویش گیاهی و پراکنش نامنظم بارندگی در طول سال هستند و در نتیجه مقدار آب در دسترس این جنگل­ها به عنوان یک فاکتور محدود کننده اولیه در تجدید حیات گونه­ ها به ویژه بلوط محسوب می­ شود. طبق نظر محققین جنگل­های بلوط غرب در زمره جنگل­های خشکی­گرا هستند. سه گونه­ بلوط در کل زاگرس وجود دارد که هر ۳ گونه بومی ایران می­باشند و مورد قبول اکثر گیاه شناسان ایران است. این گونه ها شاملQuercus infectoria و Quercus libania و Quercus brantii می­باشند (جزیره­ای و ابراهیمی، ۱۳۸۲).

بر اساس مناطق رویشی، رویشگاه گونه­ های مختلف زاگرس را به دو بخش متمایز تحت عنوان زاگرس شمالی و زاگرس جنوبی تقسیم نموده ­اند. زاگرس شمالی رویشگاه ویژهQuercus libani Olivier است که البته در قسمت­ هایی از این حوزه با Q. infectoria Olivier یاLindl Q. brantii یا با هر دو مخلوط می­گردد. اما زاگرس جنوبی که دارای اقلیم خشک­تری نسبت به زاگرس شمالی است، رویشگاه ویژه گونه Q. brantii است (جزیره­ای و ابراهیمی، ۱۳۸۲).

تنش­های غیر زیستی مانند خشکسالی پدیده ­های مهمی هستند و بر روی سلامت، بهره­وری و تناسب جنگل­های ما اثر گذار می­باشند، بنابراین نیازمند به درک ژنومی و اکوفیزیولوژیکی پاسخ درختان جنگلی به تغییر شرایط آب و هوایی می­باشد (راجورا و همکاران^[۱]، ۲۰۱۱). کمبود آب، یک مشکل جهانی رو به افزایش است. کمبود آب تولید بسیاری از اکوسیستم­های طبیعی را مخصوصاً در اقلیم­های خشک محدود می­ کند. به علاوه تنش آبی به عنوان مهمترین تنش غیرزیستی نقش مهمی در کاهش تنوع ژنتیکی و عملکرد گیاهان در جهان دارد (کوچکی و همکاران،۱۳۸۴). هر چند جنگل­های غرب ایران از نظر وسعت بیشترین سطح جنگل­های کشور را داراست، اما از نظر اقتصادی (تولید چوب) بعد از جنگل­های شمال کشور قرار دارد و نقش اصلی این جنگل­ها حفاظت از آب و خاک است که نباید نادیده گرفته شود. بنابراین به منظور احیاء جنگل­های غرب کشور به ناچار باید از گونه­ های سازگار و بومی جنگل­های زاگرس استفاده گردد (فتاحی،۱۳۷۸).

بارتلس و سانکار^[۲] (۲۰۰۵) بیان کردند که خشکی علاوه بر ایجاد تغییرات بیوشیمیایی و فیزیولوژیکی، در سطح مولکولی نیز تغییراتی را به ­وجود می­آورد. تا امروزه مطالعات کمی در زمینه­ تنش­های محیطی بر روی درختان جنگلی صورت گرفته که هدف اصلی آ­­نها شناسایی و ایجاد واریته­هایی است که بتوانند به خوبی در برابر تنش­ها از خود مقاومت نشان داده و محصول بیشتری تولید نمایند. از این­رو استفاده از فن­های جدید جهت انجام مطالعه بر روی تنش­ها­ی محیطی امر­ی اجتناب ناپذیر بوده و از لحاظ اقتصادی نیز قابل توجیه است (خویدکی، ۱۳۸۹). با بهره گرفتن از مطالعات مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و مولکولی، می­توانیم روش­های اصلاحی مختلفی که برای مقاومت به خشکی وجود دارند را شناسایی کنیم (نوروزی، ۱۳۸۳).

بررسی­ها نشان داده که زادآوری طبیعی جنس بلوط اغلب با مشکلاتی مواجه است (تادانی^[۳] و همکاران، ۱۹۹۵) و کیفیت پایین نهال­های بلوط نیز جنگل­کاری با این گونه را با مشکل روبرو کرده است (کلارک^[۴]و همکاران،۲۰۰۰)، بنابراین مطالعه خصوصیات مورفولوژیکی و رویشی (ریچ ^[۵]و همکاران، ۱۹۹۲) و همچنین مشخصات فیزیولوژیک (جذب و انتقال و فتوسنتز) روی مقاومت گیاه در برابر خشکی دارای اهمیت بسیار می­باشد و بر این اساس است که اختلاف در استراتژی مقاومت به خشکی در گیاهان در گونه­ ها یا اکوتیپ­های مختلف وجود دارد (لویا و فرناندزالس^[۶] ، ۱۹۹۸).

امروزه روش­هایی استفاده می­ شود که می­توانند اظهار متفاوت ژن­ها را در بین نمونه­های آزمایشی شناسایی کنند. یکی از بهترین این روش­ها cDNA-AFLP می­باشد که این روش به دلیل ­تکرارپذیری و حساسیت بالا، به وفور مورد استفاده قرار می­گیرد (باچم^[۷] و همکاران، ۱۹۹۶). روشcDNA – AFLP به ما اجازه می­دهد تا اظهار متفاوت از رونوشت­ها را با بهره گرفتن از PCR تشخیص دهیم.

با توجه به مطالب گفته شده در بالا و اهمیت روز افزون خشکی و تخریب جنگل­های زاگرس و عدم موفقیت در جنگل­کاری­ها، تحقیق حاضر در نظر دارد به بررسی و مطالعه پاسخ­های مرفولوژیکی، فیزیولوژیکی و ژنتیکی با بهره گرفتن از نشانگر مولکولی cDNA-AFLP، نهال­های سه گونه بلوط ایرانی، دارمازو و وی­ول نسبت به تنش خشکی به منظور شناخت عکس­العمل­های گونه­ های مختلف بلوط با تنش کمبود آب، بپردازد.

سوالات اصلی این پژوهش به شرح ذیل می­باشد:

1. آیا تنش خشکی باعث ایجاد تفاوت الگو­های باندی اظهار شده cDNA-AFLP در سه گونه بلوط زاگرس، نسبت به کنترل می­ شود؟
2. آیا شدت تنش خشکی یا تیمار­های آبی مختلف در بروز الگو­های باندی و نوع الگو­های موثر است؟
3. آیا ­بافت­های ریشه و برگ از نظر نوع الگو­های باندی در واکنش به خشکی متفاوت هستند؟
4. آیا گونه­ های مختلف بلوط زاگرس از نظر پاسخ به پارامتر­های مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و جذب عناصر با هم تفاوت دارند؟

هدف­های این پژوهش نیز با توجه به سوالات مطرح شده در بالا به صورت زیر می­باشد:

1. تعیین تفاوت­های موجود در الگو­های باندی گونه­ های مختلف بلوط با بهره گرفتن از cDNA-AFLP در حالت تنش خشکی نسبت به کنترل برای شناسایی باند­های Informative در هر گونه به طور جداگانه.
2. مقایسه­ الگوهای باندی بیان شده هر یک از بافت­های ریشه و برگ.
3. مقایسه پاسخ­های مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و جذب عناصر در سه گونه بلوط زاگرس و شناسایی مقاوم­ترین گونه بر اساس پارامتر­های مورد مطالعه.

۱-۲- کلیات

۱-۲-۱- نقش آب در اعمال گیاهان

اهمیت آب در تولید محصولات گیاهی غیر­قابل انکار است. وجود هر گونه حیات، متکی به وجود آب است. بسیاری از اعمال حیاتی گیاهان توسط آب کنترل می­ شود و اکثر اندام­ها و سلول­های گیاهی دارای مقدار قابل توجهی آب هستند و میزان آن در بافت­های مختلف متفاوت بوده از ۲ درصد در بعضی بذور خشک تا ۴۰ درصد در بافت­های چوبی در حال خواب و هم­چنین ۸۰ تا ۹۵ درصد وزن بافت­های غیر چوبی مثل برگ­ها و ریشه­ها و در میوه­های آبدار (مثل هندوانه) دیده می­ شود. کلیه فعالیت­های فیزیولوژیک درختان مثل کربن­گیری، تنفس و تعرق به وجود آب بستگی دارد (مروی مهاجر،۱۳۸۴ ). آب هم حلال است و هم وسیله­ای برای انتقال مواد به داخل گیاه است. کمبود آب در گیاه باعث توقف رشد و ادامه این کمبود منجر به اختلالات برگشت­ناپذیر می­گردد و گاهی هم موجب مرگ گیاه می­ شود. که این عمل در نواحی گرم و خشک و یا گیاهانی که بر اساس ویژگی گونه ­ای دارای تبخیر شدید می­باشند، به سرعت اتفاق می­افتد (لسانی و مجتهدی، ۱۳۸۱).

۱-۲-۲- تنش

اصطلاح تنش به هر عامل محیطی که بطور بالقوه تأثیر نامطلوبی بر موجودات زنده داشته باشد، اطلاق می­ شود (افلاطون و دانشور، ۱۳۷۲). تنش نتیجه یک سری روند غیرعادی از فرایندهای فیزیولوژیکی بوده و متأثر از یک یا ترکیبی از عوامل زیستی و محیطی می­باشد، به عبارتی تنش عبارت است از قرار گرفتن ارگانیسم تحت تأثیرشدتی از یک یا چند عامل محیطی که موجب افت ظاهری، بازده و یا ارزش ارگانیسم می­ شود (حکمت شعار، ۱۳۷۲).

تنش­های محیطی به ویژه خشکی از مهمترین عوامل کاهش رشد در مراحل رشد و نمو گیاه می­باشد. تنش معمولاً به عنوان یک عامل خارجی که اثرات سوء برگیاه بجا می­گذارد تعریف می­ شود و خشکی شایع­ترین تنش محیطی (غیر زنده) است که تقریباً تولید ۲۵ درصد از زمین­های جهان را محدود می­ کند. مسئله خشکی و کم آبی در ایران همواره یکی از مهمترین مسائل و مشکلات کشاورزی بوده به طوری که کشورمان با متوسط نزولات آسمانی معادل ۲۴۰ میلی متر در زمره مناطق خشک و نیمه خشک دنیا طبقه بندی می شود (سرمدنیا، ۱۳۷۲).

گیاهان عکس­العمل­های متفاوتی را برای مقابله با تنش و حفاظت خود از آسیب­های وارده ناشی از تنش بروز می­ دهند. تحمل یا مقاومت به تنش^[۸] یکی از پاسخ­های گیاه برای تطابق با شرایط نامساعد محیطی است (تایز و زایگر^[۹]، ۲۰۰۲). بردباری به معنای توانایی سازگاری، اجتناب یا تحمل تنش­هاست. سازگاری^[۱۰] (مانند توسعه بافت آیرانشیم در شرایط غرقابی و کاهش سطح برگ در شرایط خشکی) نوعی بردباری دائمی در برابر تنش­ها است که تحت تنش­های طولانی مدت با تغییرات مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی ایجاد می­ شود (کوپمن^[۱۱] و همکاران، ۲۰۱۰). سختواره شدن نیز نوعی سازگاری تدریجی گیاه در برابر تنش محیطی است. اما اجتناب^[۱۲] روشی است که گیاه طی آن از مواجه با تنش دوری می­ کند (مانند چرخه­ی زندگی کوتاه گیاهان علفی، به خواب رفتن در شرایط سخت محیطی). تحمل نیز نوعی پاسخ مقاومتی گذرا به منظور کاهش یا ترمیم خسارت ناشی از تنش به کمک تغییرات مورفولوژیکی، فیزیولوژیکی و بیوشیمیایی (مانند افزایش میزان اسمولیت­ها در تنش خشکی) می­باشد (تایز و زایگر، ۲۰۰۲).

۱-۲-۳- تنش خشکی

در مورد خشکی تعاریف مختلفی ارائه شده که هر کدام مفهوم خاصی از خشکی را بیان می­ کند. متخصصین کشاورزی، خشکی را به معنی کمبود طولانی و قابل توجه رطوبت خاک یا ذخیره آب خاک در ناحیه ریشه گیاهان می­دانند که این عامل در ارتباط با مراحل حساس رشد گیاه می­باشد (زهراوی، ۱۳۷۸).

کرامر (۱۹۸۳)، خشکی را به عنوان نبود یا کمبود بارندگی در مراحل حساس رشد گیاه تعریف نموده است. به عقیده وی طول دوره بدون بارندگی که موجب صدمه به گیاه می­ شود، تابع نوع گیاه، ظرفیت نگهداری آب خاک و همچنین شرایط اتمسفری که بر روی میزان تبخیر و تعرق تاثیر می­گذارد، می­باشد. از طرف دیگر ویتز^[۱۳] (۱۹۷۱) خشکی را دوره­ای که کمبود آب چه به صورت حاد و چه به صورت مزمن، رشد گیاه را تحت تاثیر قرار می­دهد و مانع رشد طبیعی آن می­ شود، تعریف می­نماید. رایج­ترین تعریف خشکی توسط ادمیدز^[۱۴] و همکاران (۱۹۸۹) مطرح شده است، آن­ها معتقدند که کمبود یا تنش رطوبت هنگامی افزایش می­یابد که تقاضای تبخیر اتمسفر بالای برگ­ها (یعنی تبخیر و تعرق پتانسیل) از ظرفیت و توانایی ریشه­ها برای استخراج آب از خاک (یعنی تبخیر و تعرق حقیقی) تجاوز نموده و فراتر رود. بیشتر دانشمندان فیزیولوژی گیاهی، از تعریف ادمیدز و همکاران برای خشکی استفاده می­نمایند. صرف نظر از خشکی، فصلی که تحت عنوان خشکسالی نیز تعریف می­ شود و امکان عملکرد اقتصادی را در طول فصل خشک محدود نموده و یا از آن جلوگیری می­نماید نیز جدی و مهم می­باشد. بروز خشکی­های احتمالی و اتفاقی که از الگوی نامنظم بارندگی ناشی می­ شود و به صورت متناوب و غیر قابل پیش بینی در مراحل مختلف رشد و نمو گیاهی به وقوع می­پیوندد، موجب صدمات عمده قابل مشاهده و همچنین غیر قابل مشاهده در گیاه می­گردند (آرئودیو^[۱۵]، ۱۹۸۹).

تنش کمبود آب و تنش خشکی در منابع مختلف معمولا به صورت معادل یکدیگر به کار می‌روند ولی برخی منابع برای این دو واژه تمایزی در نظر گرفته‌اند. خشکی یک اصطلاح هواشناسی بوده و بیانگر دوره‌ای است که در آن مقدار بارندگی کمتر از مقدار تبخیر و تعرق پتانسیل باشد. چون کمبود باران باعث تنش کمبود آب خواهد شد، لذا واژه تنش خشکی برای مواردی که تنش در اثر عدم وقوع بارندگی مفید ایجاد شده است به­کار می‎رود و بعبارت دیگر، در این حالت تنش کمبود آب به طور طبیعی مد­نظر است. از طرفی اگر گیاه به طور مصنوعی تحت شرایط تنش رطوبتی قرار گیرد در این صورت واژه تنش کمبود آب به­کار برده می‎شود. چنانچه در اثر خشکی، رطوبت داخلی گیاه به کمتر از ۵۰% مقدار عادی خود برسد در این صورت گیاه دچار کمبود آب می­گردد و چنانچه رطوبت داخلی گیاه کمتر از مقدار عادی ولی بالاتر از ۵۰% باشد پسآبیدگی^[۱۶] می­گویند (سرمدنیا و همکاران، ۱۳۶۸). خسارت وارده به گیاه در اثر تنش خشکی، بسته به طول مدت خشکی، زمان وقوع تنش، فراوانی وقوع تنش، نوع گیاه و خصوصیات ذاتی خاک متفاوت است. کاهش محتوای آب خاک تاثیر منفی بر روابط آبی گیاه (بابو و رائو^[۱۷]، ۱۹۸۳)، فتوسنتز (باگساری^[۱۸] و همکاران،۱۹۷۶)، تغدیه مواد معدنی، متابولیسم و رویش دارد. تقسیم بندی‌های متفاوتی برای مکانیسم‌های مقاومت به تنش خشکی در گیاهان ارائه شده است. سه مکانیسم عمده مقاومت به تنش کمبود آب در گیاهان شامل (۱) مقاومت به خشکی از طریق گریز از خشکی (مانند گیاهان علفی یک­ساله)، (۲) مقاومت به خشکی از طریق اجتناب از خشکی با بالا نگهداشتن پتانسیل آبی در بافت‌ها و (۳) مقاومت به خشکی از طریق تحمل پتانسیل آبی پایین در بافت‌ها می‌باشد (لویت^[۱۹]، ۱۹۸۰ و جیو^[۲۰]، ۱۹۹۱).

۱-۲-۴- جنگل­های زاگرس

کوههای زاگرس که از شمال غرب تا جنوب غرب ایران گسترش می­یابد به علت جذب رطوبت ابر­های باران­زا از نواحی غرب با مبدا دریای مدیترانه­ای، شرایط لازم را جهت استقرار و گسترش پوشش جنگلی به وجود آورده است. جنگل­های این ناحیه از پیرانشهر در آذربایجان غربی و در امتداد رشته جبال زاگرس و بختیاری تا اطراف فسا در استان فارس ادامه می­یابد. طول این نوار جنگلی بیش از هزار کیلومتر و عرض آن ۵۰ تا ۱۰۰ کیلومتر است که معمولا منقطع بوده و فقط در قسمت کوههای بختیاری از پیوستگی بیشتری برخوردار می­باشد (مهاجر، ۱۳۸۵). بودرو^[۲۱](۱۹۶۱) ایران را با متوسط بارندگی ۲۵۰ میلی متر در سال در رده مناطق خشک جهان طبقه ­بندی نموده و جنگل­های زاگرس واقع در دامنه­های غربی ایران را نیز جزء جنگل­های نیمه خشک معرفی کرده است و آن را از ناحیه Pontic، از منطقه­ Euro – Siberian، وابسته به اقلیم Holarctic می­داندکه آب و هوای شبه­مدیترانه­ای با باران­های زمستانه- بهاره و خشکی تابستانه دارد و میزان بارندگی سالانه از ۵۰۰ تا ۷۵۰ میلی متر نوسان دارد. اما طبق نظر جزیره­ای و ابراهیمی رستاقی (۱۳۸۲) جنگل­های زاگرس با اقلیم مدیترانه­ای جز جنگل­های خشکی­گرا هستند و می­توان آن­ها را دنباله پوشش جنگلی ارمنستان دانست که در خارج از مرز ایران، در عراق، ترکیه، سوریه، لبنان و اردن نیز گستردگی دارد. با توجه به تعداد زیادی از گونه درختی و درختچه­ای که در جنگل­های زاگرس وجود دارند، درصد بالای ترکیب گونه­ بلوط در اکثر نقاط به صورت غالب است و می­توان گفت جنس بلوط مشخص کننده­ سیمای ظاهری این جنگل­هاست، به همین دلیل این جنگل­ها اکثرا به جنگل­های بلوط مشهورند (مهاجر، ۱۳۸۵). قدمت تکوین این جنگل­ها، بنا به مطالعات گرده­شناسی که در جنگل­های بلوط انجام گرفته به بیش از ۵۰ قرن می­رسد و در این مدت طولانی جنگل­ها به شدت در معرض بهره ­برداری و آسیب قرار گرفته­اند که علاوه بر کاهش انبوهی و حجم درختان سرپا، منجر به ایجاد گسستگی در یکپارچگی جنگل­ها گردیده است که حاکی از تجاوزات دیرینه­ی انسان و دام می­باشد. همچنین کشاورزی محدود، به علت خاک خیلی سست و ضعیف و عدم تجدید حیات، به علت چرای سنگین و فرسایش خاک، مانع رشد نهال­ها می­ شود که در نتیجه وسعت این جنگل­ها را روز به روز کاهش می­دهد (فتاحی، ۱۳۷۳).

از مهمترین گونه­ های درختی و درختچه­ای حوزه زاگرس می­توان به گونه ­هایی از قبیل بلوط ایرانی (Quercus brantii)، دارمازو (Q. infectoria)، وی­ول(Q. libanii)، کیکم (Acer monspesulanu)، بنه(Pistacia khinjuk)، کلخونگ(P. mutica)، بادام(Amygdalus scoparia)، داغداغان(Celtic caucasica)، دافنه(Daphne sp.)، ارس(Juniperus excels) و گلابی(Pyrus sp.) اشاره نمود (طاهری آبکناری، ۱۳۸۷).

بر اساس مناطق رویشی، رویشگاه گونه­ های مختلف زاگرس را به دو بخش متمایز تحت عنوان زاگرس شمالی و زاگرس جنوبی تقسیم نموده ­اند. زاگرس شمالی رویشگاه ویژه Olivier Quercus libani است که البته در قسمت­ هایی از این حوزه با Q. infectoria Olivier یا Q. brantii Lindl یا با هر دو مخلوط می­گردد. اما زاگرس جنوبی که دارای اقلیم خشک­تری نسبت به زاگرس شمالی است، رویشگاه ویژه گونه Q. brantii است (جزیره­ای و ابراهیمی رستاقی، ۱۳۸۲).

۱-۲-۵- جنس بلوط

جنس بلوط (Quercus L.) از مهمترین جنس­های تیره­ی راش (Fagaceae) به شمار می ­آید که گونه­ های مختلف آن سطوح وسیعی را در جنگل­های هیرکانی، ارسباران و زاگرس پوشش می­ دهند (پناهی، ۱۳۹۰). تنوع قابل ملاحظه و کارکرد­های متعدد گونه­ های بلوط، ارزش آن­ها را دو چندان می­نماید. قابلیت سازگاری زیاد با شرایط مختلف رویشگاهی، امکان تکثیر با هر دو روش تجدید حیات جنسی (تولید بذر) و غیر جنسی (تولید جست)، مقاومت زیاد در برابر آفات و امراض، تولید محصولات غیر چوبی متنوع از جمله مزایای درختان بلوط می­باشند (دیوان فر، ۱۳۶۱ و طباطبایی و قصریانی، ۱۳۷۱؛ ثابتی، ۱۳۷۳؛ فتاحی، ۱۳۷۳؛ پور­هاشمی، ۱۳۸۲؛ جزیره­ای و ابراهیمی رستاقی، ۱۳۸۲؛ صادقی و همکاران، ۱۳۸۸؛ پناهی، ۱۳۹۰؛ هیورد و استون^[۲۲]، ۲۰۰۵). در برخی مناطق جنگلی ایران همانند زاگرس می­توان رمز بقاء و پایداری اکوسیستم­های جنگلی را مرهون وجود گونه­ های مختلف بلوط در این جنگل­ها دانست، به طوری که انعطاف­پذیری زیاد و نرمش اکولوژیکی مطلوب بلوط­ها توانسته طی سالیان و قرن­های گذشته، فشار­های مختلف وارده بر این جنگل­ها را تحمل نموده و به نوعی با آن­ها سازگار شده است (پناهی، ۱۳۸۶)

خانواده راش یا پیاله داران از شاخه­ نهاندانگان دو لپه­ای بوده و دارای ۹ جنس در سراسر دنیا می­باشد (بورگارت^[۲۳]، ۱۹۹۹). جنس­های این خانواده عبارتند از:

Castanea L., Castanopsis Spach., Chrysolepis Hjelmqvist, Colombobalanus Nixon & Crepet, Fagus L., Formanodendron Nixon & Crepet, Lithocarpus, Blume, Quercus L., Trigonobalanus Forman.

این خانواده در ایران دارای سه جنس به نام­های راش، بلوط و شاه بلوط می­باشد. جنس بلوط یکی از متنوع­ترین گروه­ ها از درختان مناطق معتدله است که با بیش از ۵۰۰ گونه در نواحی معتدله و نیمه حاره یافت می­ شود. این جنس به واسطه داشتن کاسه، میوه بدون شکاف و وجود فقط یک میوه داخل آن از دو جنس دیگر متمایز می­گردد (مظفریان، ۱۳۸۳). آرایش برگ­ها بر روی شاخه در بلوط به صورت مارپیچی یا حلزونی می­باشد و در گونه­ های زیادی دارای لوب در حاشیه است. اما در بعضی گونه­ ها به صورت دندانه­ای و یا دارای برگ­های کامل با یک حاشیه صاف یافت می­ شود. گل­ها تک جنسی می­باشد و یک درخت ممکن است تنها دارای گل­های ماده یا گل­های نر و یا دارای هر دو گل نر و ماده نیز باشد. گل­ها در بهار تشکیل می­شوند. خوشه­های گل نر، استوانه­ای باریک است و باد گرده­افشان و بدون گلبرگ می­باشند. میوه­ی بلوط فندقه است که این میوه­ ها دارای ۱ تا ۶ سانتی متر طول و ۸/۰ تا ۴ سانتی­متر پهنا هستند. این میوه­ ها بسته به نوع میوه بین ۶ تا ۲۴ ماه رسیده می­شوند و داخل یک ساختار فنجانی شکل قرار دارند که کوپول نامیده می­ شود.

سه گونه بلوط موجود در جنگل­های زاگرس از نظر ویژگی­های گیاه­شناسی، شرایط اکولوژیک، ویژگی­های جنگل­شناسی، فرم پرورشی و ریخت شناسی تفاوت­هایی با یکدیگر دارند. گونه­ بلوط ایرانی Q. brantii Lindl نسبت به سایر گونه­ های بلوط از انعطاف پذیری اکولوژیکی بیشتری برخوردار است، بطوریکه در خاک­های مختلف با منشا تشکیلاتی آهکی و PH قلیایی فاقد آبشویی، آهک و رس استقرار می­یابد و در شرایط مختلف فیزیوگرافی به راحتی مستقر می­ شود و دامنه پراکنش آن مانند سایر گونه­ ها محدودیت زیادی ندارد. این گونه نیاز­های رطوبتی آن کم بوده به طوری که در خاک­های خشک نیز سازگار می­ شود. دارای برگ­های بسیار پهنی می­باشد. هم­چنین کرک­های فراوان سطح زیرین برگ­ها این گونه جاذب گرد وغبار هوا بوده و به تصفیه جو کمک شایانی می­نماید. این گونه در برابر آفات و امراض مقاومت بالایی داشته و به دلیل سیستم ریشه دوانی عمیق و گسترده، در برابر باد­های شدید مقاوم است (پورهاشمی، ۱۳۸۲). برگ­ها یکنواخت و تخم مرغی شکل با حاشیه دندانه­دار می­باشد، کرک­های ستاره­ای و انبوه روی برگ و کرک­های نرم و خزی زرد رنگ پشت آن­را فرا گرفته است. روزنه­ها بیضوی شکل و هم سطح برگ هستند و سلول­های محافظ آن­ها کمی برجسته بوده و حاشیه آن­ها توسط موم پوشانده شده، ولی حفره روزنه قابل مشاهده است (پناهی، ۱۳۹۰). به صورت فرم دانه زاد، شاخه زاد و آمیخته با هم یافت می­شوند. این گونه در شرایط جنگلی دارای تاج سبک و متقارن می­باشد، تنه درخت با فرم دانه­زاد و واقع در توده­های انبوه، نسبتا صاف و مستقیم و تا ارتفاع ۶ متر بدون شاخه می­باشد. ارتفاع این درخت به ۲۰ متر نیز می­رسد و قطر آن تا ۱۴۰ سانتی­متر گزارش شده است.

گونه وی­ول Q. libani Olivier از نیاز­های اکولوژیکی بیشتری نسبت به دو گونه برودار و دارمازو برخوردار است و در خاک­هایی که شرایط تغذیه­ای مناسب­تری دارند، پراکنش دارند. رویشگاه اصلی این گونه خاک­های نیمه عمیق تا عمیق می­باشد. سیستم ریشه­ای عمیق دارند و مقاومت آن در برابر باد­های سنگین و طوفان زیاد می­باشد. این گونه درشت­ترین بذر را در بین بلوط­های بومی ایران تولید می­نماید. دارای برگ­های مستطیلی تا تخم­مرغی یا سرنیزه­ای هستند. قاعده ­برگ­ها گرد یا قلبی شکل و برگ­ها ۶ تا ۱۵ سانتی متر طول دارند. عرض برگ ۲ تا ۶ سانتی­متر می­باشد. سطح رویی برگ فاقد کرک و سطح زیرین آن کرک­دار و در بعضی مواقع بدون کرک است. برگ­ها دندانه­دار و دندانه­ها کوتاه و باریک­اند. رگبرگ­ها در طرفین برگ موازی همدیگرند. روزنه­ها تقریبا هم­سطح برگ و بیضوی شکل هستند، سلول­های محافظ بعضی از روزنه­ها کمی برجسته­اند. موم لایه­ای نرم حاشیه روزنه­ها را کاملا پوشانده و فقط حفره روزنه­ها قابل مشاهده است (پناهی، ۱۳۹۰). این گونه دارای تاج گسترده و نامتقارن می­باشد. تنه آن در جوانی صاف و بدون شیار و به رنگ قهوه­ای و در سنین بالا شیار­دار و به رنگ خاکستری در می ­آید. طول تنه غالبا کوتاه و از ارتفاع حدودا ۲ متری شاخه­ های اصلی از آن منشعب می­گردد.

گونه­ دار­مازو Q. infectoria Olivier از نظر نیاز­های اکولوژیک حد­واسط دو گونه­ برودار و وی­ول است. به دلیل لوب­دار بودن حاشیه برگ­ها زیبایی خاصی داشته و رنگ سبز پررنگ و براق برگ­های آن بعلاوه میوه­های کشیده و نسبتا سبک آن، از جمله ویژگی­های زیبا­شناختی این گونه به­ شمار می­رود (پناهی، ۱۳۸۸). دارای برگ­های چرمی و واژ تخم­مرغی کشیده با قاعده­ی گرد یا قلبی نامتقارن می­باشد، روی برگ صاف و براق و پشت آن کرک­دار است. روزنه­ها برجسته و حاشیه آن­ها کاملا توسط موم پوشانده شده، اما حفره روزنه قابل مشاهده است (پناهی، ۱۳۹۰). تاج این گونه پهن گرد و کشیده است و پوست تنه­ی آن در جوانی صاف و در سنین بالا ترک خورده، شیاردار و به رنگ خاکستری در­می ­آید. ارتفاع متوسط این گونه ۱۰ متر می­باشد و گاهی به ۱۸ متر نیز می­رسد (جزیره­ای و ابراهیمی رستاقی، ۱۳۸۲).

۱-۲-۶- اثر تنش خشکی بر روی خصوصیات مورفولوژیکی درختان

تأثیر خشکی بر روی کیفیت و کمیت محصول بسیار عمیق است. تنش خشکی باعث تغییرات آناتومیکی و مورفولوژیکی درگیاهان شده و در نتیجه رشد و بهره وری را کاهش می­دهد، و منجر به برخی سازگاری­ها نسبت به تنش خشکی می­ شود که می ­تواند در میان گونه­ های مختلف اختلاف داشته باشد (لویت، ۱۹۸۰). اختلافات مورفولوژیکی در بین گونه­ های مختلف در سازگاری آن­ها به محیط­های گوناگون کمک می­ کند (بزاز^[۲۴]، ۱۹۷۹ ؛ چاپین^[۲۵]، ۱۹۸۰). بنابراین در هر محیطی گیاهان با مورفولوژی و اندازه­ های متفاوت وجود دارند و این حالت در اکوسیستم­های مدیترانه­های و خشک بیشتر دیده می­ شود (کومرو^[۲۶]، ۱۹۸۱). مشخصات مرفولوژیکی اندام­های برگ، ریشه، ساقه و اندازه بذر ممکن است زنده­مانی گیاه را در محیط­های تنش­زا تحت تأثیر قرار دهد (ریچ و همکاران،۱۹۹۲). همچنین مطالعات نشان می­دهد که هر چه گیاه تغییرپذیری و انعطاف مرفولوژیک و فیزیولوژیک بالاتری داشته باشد، مقاومتش به تنش بیشتر است، یعنی بعد از تنش زودتر می ­تواند به حالت طبیعی خود برگردد و در حالت تنش نیز کمتر تغییر می­یابد (والادارس و همکاران^[۲۷]، ۲۰۰۲). بنابراین از آن ­جایی که خشکی روی خصوصیات مورفولوژی برگ (آبرامز^[۲۸]، ۱۹۹۰ ، کورو^[۲۹]، ۲۰۰۶ ؛ مزوروس^[۳۰]، ۲۰۰۸ و نظری ۲۰۱۲)، میزان بیوماس (فورت^[۳۱]، ۱۹۹۷ ؛ رویو^[۳۲]، ۲۰۰۱ ؛ گیگر و توماس^[۳۳]، ۲۰۰۲ ؛ پولوس^[۳۴]، ۲۰۰۷ و نظری ۲۰۱۲)، ارتفاع نهال (رویو، ۲۰۰۱)، رشد و زنده­مانی (ژانگ^[۳۵]، ۲۰۰۵ ؛کورو، ۲۰۰۶) و نسبت ریشه به ساقه (باچرالد^[۳۶]، ۱۹۸۶ ؛ وانگ^[۳۷] ،۲۰۰۳ ؛ سالوادور^[۳۸]، ۲۰۰۴ ؛ بارگالی و تیواری^[۳۹]، ۲۰۰۴ ؛ گروزونگ^[۴۰] و همکاران، ۲۰۰۸ ؛ سوسیلوتو و برنینگر^[۴۱]، ۲۰۰۷ ؛ نظری، ۲۰۱۲) تاثیر می­گذارد، گونه­ های حساس و مقاوم به خشکی را می­توان حتی‌الامکان با کمک این صفات از یکدیگر تشخیص داد. شناخت این خصوصیات و مطالعه هرچه بیشتر روی آن­ها می‌تواند ما را در تشخیص مقاوم­ترین گونه به خشکی راهنمایی کند.

۱-۲-۶-۱-تعداد برگ

تنش خشکی نه تنها اندازه برگ را محدود می­ کند بلکه هم­چنین باعث محدودیت در تعداد برگ نیز می­ شود (تایز و زایگر، ۲۰۰۲). ریزش برگ یا تولید برگ کمتر، یکی از واکنش های سازگاری است و مکانیسم متداولی برای بقاء گیاهان در مواجهه با تنش خشکی می­باشد (زهراوی، ۱۳۷۸). هر چند که ریزش برگ ممکن است اتلاف تعرقی آب برگ را کاهش دهد ولی می ­تواند ظرفیت فتوسنتزی را نیز کاهش دهد (دامسین و رامبال^[۴۲]، ۱۹۹۵).

فیشر و ترنر^[۴۳] (۱۹۸۷) گیاهان را از نظر تاثیر تنش خشکی در ریزش برگ­ها به دو دسته تقسیم نمودند:

الف – گیاهان تابع خشکی: این گیاهان فعالیت فتوسنتزی خود را طی دوره تنش خشکی متوقف می­ کنند. گیاهان یک ساله و گیاهان دایمی که دارای خزان در موقع خشکی هستند از این جمله اند.

ب – گیاهان فعال به خشکی: این گیاهان فعالیت فتوسنتزی خود را طی دوره تنش خشکی حفظ می­نمایند. گیاهان دایمی همیشه سبز چوبی و گیاهان CAM از این جمله­اند.

در واقع بلوط­ها دارای یک سری صفات مرفولوژیک در برگ هستند که آن­ها را در مکان­های باز، شدت نور بالا یا خشک سازگار می­ کند (آبرامز^[۴۴]، ۱۹۸۶). برگ­های گونه­ های مختلف بلوط دارای مشخصات مرفولوژیکی و آناتومی مختلفی هستند که توانایی آن­ها را در برابر خشکی بهبود می­بخشد (گوردن^[۴۵] و همکاران، ۱۹۸۹). همچنین در اثر تنش کمبود آب نسبت قند محلول به نشاسته افزایش می­یابد و از آن­جایی که نشاسته به­ عنوان ماده­ای برای رشد محسوب می­ شود، توسعه برگ کاهش پیدا می­ کند و یا حتی متوقف می­ شود (دیکسون و توملینسون^[۴۶]، ۱۹۹۶). به­ طوری­که مشخصاتی مثل کاهش اندازه برگ، افزایش ضخامت برگ، افزایش ضخامت کوتیکول، افزایش تراکم روزنه­ای، کاهش اندازه روزنه­ها و کاهش تعداد برگ­ها (گوردن و همکاران، ۱۹۸۶) همگی عکس­العمل­هایی هستند که مقاومت به خشکی را افزایش داده و با کاهش حرارت بالای برگ و آسیب­های فتوشیمیایی و کمک به نگه­داشتن حداقل میزان فتوسنتز طی استرس­های آبی گونه بلوط را حفظ می­ کنند (آبرامز^[۴۷] و همکاران، ۱۹۹۴).

۱-۲-۶-۲- رشد ریشه و ساقه

وقتی در طی استرس­های آبی رشد برگ کم می­ شود، انرژی در برگ (relative sink strength) کاهش می­یابد و این امر باعث انتقال جذب به قسمت­ های پایینی گیاه از جمله ریشه و ساقه می­ شود، بنابراین رشد ریشه افزایش و نسبت ساقه به ریشه کاهش می­یابد که این می ­تواند پاسخی عمومی در برابر استرس آبی باشد (دیکسون و همکاران، ۱۹۹۶). برخی ویژگی­های گیاهان مانند نسبت ریشه به ساقه، تراکم بیشتر طول ریشه، نفوذ عمیق­تر ریشه در خاک و تراکم بیشتر ریشه ­های نازک باعث جذب بهتر آب و موادغذایی در تنش خشکی می­ شود (بوت^[۴۸]، ۱۹۸۹). وقتی هر یک از فاکتورهای رشد محدودکننده باشد، آب و مواد غذایی در ریشه­ها حفظ می­ شود و در نتیجه نسبت ریشه به ساقه افزایش می­یابد. نسبت ریشه به ساقه بهترین شاخص برای پتانسیل زنده­مانی نهال در مناطق خشک است (تامپسون^[۴۹]، ۱۹۸۵). نهال­هایی با سیستم ریشه بزرگ­تر، آب بیشتری را جذب می­ کنند (کارلسون و لسترن^[۵۰]، ۱۹۸۷). کمبود­های ملایم آب رشد ریشه را تحت تأثیر قرار می­دهد و بنابراین نسبت بیوماس ریشه به ساقه توسط یک تعادل عملکردی بین جذب آب توسط ریشه و فتوسنتز توسط ساقه تعیین می­ شود، به­عبارت دیگر یک ساقه تا زمانی رشد می­ کند که جذب آب توسط ریشه برای رشد بیشتر آن محدود کننده شود و برعکس ریشه تا زمانی رشد می­ کند که تقاضا برای مواد فتوسنتزی ساقه با تولید آن مواد برابر نباشد و کاهش آب این تعادل عملکردی را تغییر می­دهد. این عوامل باعث رشد ترجیحی ریشه به اعماق خاک مرطوب می­ شود و در نتیجه نسبت ریشه به ساقه در شرایط کمبود آب افزایش می­یابد (تایز و زایگر، ۲۰۰۲).

الگوی مطلوب رشد ریشه بستگی به ترکیبی از توزیع بارندگی در طول سال، عمق خاک، خصوصیات فیزیکی خاک (بافت و ظرفیت نگهداری آب) و تقاضای آب اندام­های هوایی در یک محصول در حال رشد و رقابت بین گیاهی دارد. بسیاری از ویژگی­های ریشه جذب آب را تحت تأثیر قرار می­ دهند که شامل وزن کل، توزیع عمومی، حداکثر عمق جستجوکننده، انشعابات، قطر تارهای کشنده و احتمالا ایجاد گره به ­وسیله میکوریزای همزیست می­باشد (کافی و دامغانی، ۱۳۸۶). بسیاری از گونه­ های گیاهی به­ وسیله افزایش سهم اسمولیت­ها اختصاص یافته به رشد ریشه و بنابراین افزایش نسبت ریشه به اندام­های هوایی و حجم آب قابل دسترس برای گیاه به خشکی پاسخ می­ دهند (پیتکاریان و گریس^[۵۱]، ۱۹۸۲). به­طورکلی بلوط­ها دارای ریشه ­های عمیقی هستند و گونه­ های بردبار به خشکی نسبت به گونه­ های دیگر در شرایط تنش می­باشند و طول ریشه خود را به ازای هر واحد سطح برگ بیشتر افزایش می­ دهند. ریشه­دوانی زیاد و عمیق از پاسخ­های سازگاری بلوط­ها در برابر تنش کم­آبی است (پالاردی و رودز^[۵۲]، ۱۹۹۳) و نهال­های بلوط قبل از اینکه در معرض تابستان­هایی با خشکی شدید قرار بگیرند سیستم ریشه­ای خود را گسترش می­ دهند (متی^[۵۳] و همکاران، ۱۹۹۶؛ متزنر^[۵۴] و همکاران، ۲۰۰۳).

۱-۲-۶-۳- بیوماس

کمبود آب عموما تولید ماده خشک را در کلیه اندام‌های گیاه کاهش می‌دهد (بارله^[۵۵] و همکاران، ۲۰۰۶؛ رویو و همکاران، ۲۰۰۱). افزایش بیوماس خشک در تنش­های ملایم و متوسط می ­تواند به‌دلیل افزایش وزن ریشه باشد (نگیون و لامنت^[۵۶]، ۱۹۹۶؛ لوپز^[۵۷]، ۲۰۰۹). عمده عوامل احتمالی کاهش وزن خشک شامل کاهش فتوسنتز خالص و کاهش شاخص سطح برگ گیاه بر اثر تنش می­باشند (دیالو^[۵۸] وهمکاران، ۲۰۰۱). هم­چنین در اثر کمبود آب میزان تقسیم سلولی و در نتیجه توسعه اندام­های گیاه به­ دلیل کاهش آماس سلولی افت پیدا می­ کند و این امر بیوماس کل تر و خشک را کاهش خواهد داد (پولوس و همکاران، ۲۰۰۷).

۱-۲- ۷- پارامتر­های فیزیولوژیک و تاثیر تنش خشکی بر آن

علاوه بر صفات مورفولوژیکی که در سازگاری گیاهان به تنش های محیطی نقش دارند، صفات فیزیولوژیکی نیز اهمیت حیاتی در بقاء و سازگاری گیاهان به تنش های محیطی داشته و از این رو توجه به معیارهای فیزیولوژیکی به منظور میزان تحمل به خشکی یکی از جنبه­ های مهم اصلاح برای تحمل به خشکی است (محمد، ۱۳۷۹). واکنش گیاهان به تنش خشکی به صورت­های مختلفی از جمله پاسخ­های فیزیولوژیک کوتاه مدت نمود پیدا می­ کند (پسر­کلی^[۵۹]، ۱۹۹۹). سازگاری­های مورفولوژِیک و فیزیولوژیکی گیاهان باید با هم مورد توجه قرار گیرند زیرا هر دو در گونه­ های مختلف بلوط عکس­العمل­های متنوعی دارند که بردباری به خشکی را افزایش می­ دهند. رشد و زنده­مانی گونه­ های درختی در اقلیم­های خشک به سازگاری­های ساختاری و فیزیولوژیک گیاهان به خشکی بستگی دارد (تنهونن^[۶۰] و همکاران، ۱۹۸۷). تحت تأثیر تنش خشکی و کمبود آب درختان با مشکلاتی از جمله کوتاه شدن دوره رشد و پیری فیزیولوژیک مواجه می­شوند که درنهایت می ­تواند به کاهش عملکرد و از بین رفتن نها­ل­ها منجر گردد (تایز و زایگر، ۲۰۰۹). بنابراین خشکی ترکیبی از صفات مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی است که با میزان محتوای آب نسبی برگ (RWC)، میزان آب نسبی از دست رفته، کلروفیل فلورسنس، تنظیم اسمزی و پارامترهای دیگر مانند تبادل روزنه­ای و کارایی استفاده از آب (WUE) در ارتباط می­باشد (محمدی، ۱۳۷۹). برخی از محققین معتقدند که تحمل به خشکی از طریق اصلاح صفات فیزیولوژیک و مورفولوژیک امکان پذیر است (گل پرور و همکاران، ۱۳۸۴).

۱-۲-۷-۱- محتوای نسبی آب (^[۶۱]RWC)

اندازه گیری وضعیت آب گیاه به عنوان یک شاخص مهم در شناسایی پاسخ گیاهان به تنش خشکی مطرح است به طوری که زیاد بودن میزان آب نسبی برگ و کم بودن سرعت ازدست رفتن آب نشان دهنده سازگاری به خشکی در ژنوتیپ­ها است و می ­تواند به عنوان یک معیار گزینش برای تحمل به خشکی مورد استفاده قرار گیرد. محتوای نسبی آب معرف بسیار خوبی از وضعیت آبی سلول گیاه است (شونفلد^[۶۲]و همکاران، ۱۹۸۸؛ وینتر^[۶۳] و همکاران، ۱۹۸۸). تنش آب در گیاهان می ­تواند بر اساس محتوای نسبی آب بیان شود، که عبارت است از محتوای آب یک بافت بر حسب درصد آب بافت در حالت آماس کامل است (کافی و مهدوی دامغانی، ۱۳۷۹). اگر تامین آب از ریشه‌ها منطبق با میزان اتلاف از برگ‌ها نباشد ممکن است اتلاف اجتناب­ ناپذیر آب در هنگامی که روزنه‌ها برای انجام فتوسنتز باز می­شوند، منجر به کاهش در میزان محتوای نسبی آب برگ شود. همچنین محتوای نسبی آب برگ به طور مستقیم یا غیرمستقیم بر فتوسنتز اثر دارد (کوچکی و سرمدنیا، ۱۳۸۴). بین پتانسیل آب گیاه و محتوای نسبی آب برگ همبستگی مثبت و بالایی وجود دارد و گیاهانی که در پایان دوره تنش بتوانند محتوای نسبی آب برگ بالاتری را حفظ کنند به لحاظ مقاومت به خشکی برتر خواهند بود. کاهش محتوای نسبی آب از مهمترین دلایل بسته­شدن روزنه در اثر تش خشکی در مرحله­ رویشی می­باشد (روزالس سرنا^[۶۴]، ۲۰۰۴). اختلاف در محتوای نسبی آب برگ در گیاهان ناشی از تفاوت در الاستیسیته دیواره­ی سلول آن می­باشد (شونفلد، ۱۹۸۸). کاهش محتوای نسبی آب برگ نشان دهنده کاهش فشار تورژسانس در سلول­های گیاهی است و موجب کاهش رشد می­گردد (ولد آبادی و همکاران، ۱۳۷۹). به طور­کلی تنش باعث کاهش پتانسیل آب برگ می­ شود که این امر مقدار RWC را کاهش می­دهد و دلیل این کاهش در شرایطی که پتانسیل فشاری افزایش می­یابد ممکن است این باشد که اولا RWC مرتبط با پتانسیل آب برگ است نه پتانسیل فشاری و ثانیا افزایش پتانسیل فشاری با افزایش وزنی املاح همراه است که این امر صورت کسر RWC را کم می­­کند، هم­چنین این موضوع می ­تواند بیان کند که خصوصیات غشا در شرایط تنش تغییر کرده و یا به غشا خسارت وارد ­آمده است (باقری، ۱۳۸۸). گزارش­های ارائه شده توسط ساکی­نژاد (۱۳۸۲)، رفیعی (۱۳۸۱)، سپهری و همکاران (۱۳۸۱)، ارجمند (۱۳۷۷) و بهنام فر (۱۳۷۶) نیز با این واقعیت که محتوای نسبی آب برگ در اثر تنش خشکی کاهش می­یابد، مطابقت دارد.

۱-۲-۷-۲- عملکرد فتوسیستم II (FV/FM)

عملکرد فتوسیستم II یکی از پارامتر­هایی که معمولاً برای ارزیابی تنش خشکی و دیگر تنش­های محیطی بر روی گیاهان مورد بررسی قرار می­گیرد. کلروپلاست موجود در گیاهان دارای دو لایه غشا بوده که لایه­ی داخلی تشکیل اجزایی به نام تیلاکوئید را می­دهد. در غشا تیلاکوئیدها دو سری مجموعه پروتئینی به نام­های فتوسیستم I و فتوسیستم II وجود دارد و نور ابتدا توسط فتوسیستم II جذب می­ شود. فلورسانس کلروفیل واکنش­های اولیه فتوسنتزی است که در کلروپلاست انجام می­ شود (جذب نور، انتقال الکترون برانگیخته شده و واکنش فتوشیمیایی در فتوسیستم II) را منعکس می­سازد. کاهش عملکرد فتوسیستم II در شرایط نور بالا و خشکی شدید باعث عدم تثبیت دی­اکسیدکربن می­ شود که این شرایط می ­تواند آسیب شدیدی به مرکز واکنش فتوسیستم II وارد کند (اپرون^[۶۵]، ۱۹۹۷). مطالعات نشان داده است زمانی که فعالیت فتوسیستم II کاهش پیدا می­ کند اشباع درونی دی‌اکسیدکربن ممکن است باعث افزایش بسته شدن روزنه­ها شود ( اپرون و دریر^[۶۶]، ۱۹۹۳). تنش خشکی به­ طور قابل ملاحظه­ای باعث کاهش عملکرد فتوسیستم II می­ شود (دریر، ۱۹۹۴؛ گاردینر و هاگز^[۶۷] ، ۱۹۹۶) و این امر به این خاطر رخ می­دهد که طی تنش خشکی ابتدا میزان فتوسنتز به دلیل بسته شدن روزنه­ها به­ طور عمده کاهش می­یابد (اپرون و دریر، ۱۹۹۳) و وقتی نرخ جذب روزانه به صفر می­رسد سپس عملکرد فتوسیستم II کاهش خواهد یافت (اپرون و همکاران، ۱۹۹۳).

۱-۲-۷-۳- نرخ نشت الکترولیت^[۶۸]

از معیار پایداری غشاء سلولی برای تشخیص گیاهان متحمل به خشکی استفاده می­ شود (آرنون^[۶۹]،۱۹۷۲ ؛ لویت^[۷۰]، ۱۹۸۰ ؛ کوچوا و جورجیو^[۷۱]، ۲۰۰۳ ؛ پرماچاندرا^[۷۲] و همکاران، ۱۹۹۲). افزایش توانایی گیاهان برای حفظ تورژسانس از راه پایداری غشا­ی سیتوپلاسمی سبب مقاومت گیاه در مقابل تنش­های محیطی می­ شود (کوچکی وسرمدنیا، ۱۳۸۵). تحت شرایط تنش رطوبتی یکی از اولین بخش های گیاهی که آسیب می بیند غشای پلاسمایی است (لیانگ و همکاران، ۲۰۰۳). زیرا در شرایط تنش خشکی، تولید و تجمع گونه­ های فعال اکسیژن ، نظیر رادیکال­های سوپراکسید ، هیدروژن پراکسید و رادیکال­های هیدروکسیل افزایش می­یابد (فویر و همکاران، ۱۹۹۸) این ترکیبات به بسیاری از ترکیبات سلولی نظیرچربی­ها، پروتئین­ها، کربوهیدرات­ها و اسیدهای نوکلئیک صدمه می­زنند و با تغییر ساختمان غشا، در اثر پراکسیداسیون چربی­ها و پروتئین­ها (لیانگ و همکاران، ۲۰۰۳)، تراوایی غشای سلولی را افزایش می دهند که منجر به نشت الکترولیت های موجود در داخل سلول به سمت بیرون می شود (بلوم و همکاران،۱۹۸۲ ؛ نادلر^[۷۳] و همکاران، ۲۰۰۷) و در نتیجه رشد گیاه تحت تأثیر قرار می­گیرد. بنابراین یکی از راهکارهای مهم در اصلاح برای افزایش مقاومت به خشکی این است که غشای سلولی پس از مواجه شدن با تنش آبی انسجام خود را حفظ کند و واپاشیده نشود و به همین علت محققین ثبات غشاء سلولی تحت شرایط تنش رطوبتی را به عنوان یک جزء اصلی تحمل به خشکی در ژنوتیپهای مقاوم مطرح کرده اند که این میزان خسارت وارده به غشاهای سلولی توسط خشکی از طریق اندازه گیری نشت سلولی قابل ارزیابی است ( ریسون و همکاران، ۱۹۸۰ ؛ اسپات و همکاران، ۱۹۸۴). نشت الکترولیت‌ها نشان دهنده آن است که گیاهان تحت تنش در مقایسه با گیاهان شرایط معمول از هدایت الکتریکی بالاتری برخوردار هستند و این بالا بودن هدایت الکتریکی نشان دهنده‌ی پایین بودن پایداری غشا­ی سیتوپلاسمی می­باشد (کافی، ۱۳۷۹).

مکانیسم­های که غشای سلولی را طی استرس­های کمبود آب محافظت می­ کنند عبارتند از (کافی، ۱۳۷۹):

• تجزیه آنزیمی سوپر اکسید به وسیله سوپر اکسید دیسموتاز،کاتالاز و پراکسیداز
• ممانعت از پراکسیده شدن چربی به وسیله آلفا- توکوفرول و بقیه آنتی اکسیدانها
• حذف رادیکال های آزاد به وسیله آنیونها، قندها و اسیدهای آمینه نظیر پرولین

۱-۲-۷-۴- تبادلات گازی

از آن جایی که برای انجام عمل فتوسنتز تبادلات گازی ضروری است، بنابراین در اثر کمبود آب و بسته شدن روزنه‌ها، تبادلات گازی کاهش یافته و در نتیجه دی­اکسیدکربن کمتری در دسترس گیاه قرار می‌گیرد و شدت فتوسنتز کاهش می­یابد. تنش خشکی موجب کاهش سرعت فتوسنتز و تعرق در بسیاری از گونه‌های گیاهی می­ شود (کاندون^[۷۴] و همکاران، ۲۰۰۲). میزان جذب co₂، غلظت co₂ داخل سلولی و میزان تعرق و هدایت روزنه­ای به طور معنی­داری متاثر از تیمارهای آبیاری است (پاگتر و همکاران^[۷۵]، ۲۰۰۵). گونه­ های مدیترانه­ای در مقابل تنش خشکی تبادل گازها را تنظیم می­ کنند و این تبادلات گازی دردرختان زیتون در طول تنش خشکی معنی دار است (سوفو^[۷۶]، ۲۰۰۷).

۱-۲-۷-۵- فتوسنتز

استرس­های خشکی به­ طور مسقیم و غیرمستقیم روی فرآیندهای متابولیکی از جمله فتوسنتز و تنفس که اساس تولید گیاه می‌باشد، تاثیر می‌گذارد (گسلر^[۷۷] و همکاران، ۲۰۰۴ ؛ مزوروس و همکاران، ۲۰۰۷). دوام فتوسنتز و حفظ کلروفیل برگ تحت شرایط تنش از جمله شاخص­ های فیزیولوژیکی مقاومت به تنش است (پسر­کلی، ۱۹۹۹). تنش آبی مستقیماً فرایند فتوسنتزی گیاه را کاهش می­دهد زیرا پروتوپلاسم آب خود را از دست داده و ظرفیت فتوسنتزی کم می­ شود. تنش خشکی موجب کاهش عملکرد فتوسیستم І و II، بازدارندگی چرخه‌ی کالوین و کاهش فسفوریلاسیون نوری می‌گردد (لاولور^[۷۸]، ۱۹۹۵). عوامل موثر بر فتوسنتز در طول دوره خشکی عبارتند از محدودیت­های روزنه­ای و محدودیت­های مزوفیلی (لاولور، ۲۰۰۲). فتوسنتز در تنش­های ملایم خشکی عمدتا از طریق عوامل قابل برگشت روزنه­ای کاهش می­یابد، اما در شرایط تنش شدیدتر عوامل غیرروزنه­ای محدود کننده­­ی فتوسنتز هستند (احمدی و بیکر، ۱۳۷۹). گونه­ های گیاهی از نظر تحمل کمبود آب قبل از آن­که فتوسنتزشان کاهش یابد، متفاوت می­باشند. گیاهان هم­چنین در باز­یافتن شرایط خود پس از رفع کمبود آب دارای استعدادهای گوناگون هستند.

۱-۲-۷-۶- تعرق

تعرق، حاصل نیاز گیاه به co₂ می­باشد که مقداری آب نیز از گیاه خارج می­ شود. کاهش تعرق از طریق تجمع لیپیدها در سطح برگ در هنگام بروز خشکی ایجاد می­گردد که این عمل در سویا مشاهده شده است (کوچکی، ۱۳۷۶). در شرایط کمبود آب، کاهش فشار آماس، همراه با افزایش محتوای اسید آبسیزیک برگ باعث بسته شدن روزنه­ها می­ شود که در پی آن ورود دی­اکسید کربن، میزان تعرق و فتوسنتز کاهش می­یابد (وانگ^[۷۹] و همکاران، ۲۰۰۱). در شرایط خشکی، روابط آبی گیاه سه مرحله اصلی را تجربه می­ کند، درمرحله اول تعرق و فتوسنتز همانند گیاهان آبیاری شده ادامه می‌یابد تا زمانی که ۵۰ درصد آب قابل استفاده خاک مصرف شود و جذب آب نتواند نیاز تبخیری را جبران کند، در مرحله دوم تحت تاثیر بسته شدن موقت روزنه‌ها میزان فتوسنتز و تعرق کاهش می­یابد و گیاه وارد مرحله‌ی سوم می­ شود که روزنه­ها کاملا بسته شده و تلفات آب از طریق کوتیکول و یا از ریشه به خاک خشک صورت می­گیرد. در این مرحله بقای گیاه به اجتناب یا تحمل آن به پسابیدگی بستگی دارد (حاجی میرزایی، ۱۳۸۵). کاهش سطح برگ تعرق کننده یکی از راه­های اساسی کاهش تلفات آب درگیاهان خشکی پسند می­باشد. صرف نظر از کاهش اندازه قسمت­ های هوایی گیاه، ساده­ترین راه کاهش سطح تعرق کننده شاید پیچیدن یا تاشدن برگها در زمان تنش کم آبی باشد. پیچیدن برگ­ها در شرایط نیمه­خشک تعرق را حدود ۵۵ درصد و در گیاهان خشکی­پسند کویری تا حدود ۷۵ درصد کاهش می­دهد (محمدی، ۱۳۷۹). کرکدار بودن برگ­ها نیز در میزان انعکاس از سطح برگ موثر بوده، بار تشعشعی را نیز کاهش می­دهد و می ­تواند درجه حرارت برگ یا تعرق و یا هر دو را کاهش دهد (الیرینگر^[۸۰]، ۱۹۸۰).

۱-۲-۷-۷- هدایت روزنه­ای

روزنه­ها در تعرق گیاه نقش دارند و تفاوت در رفتار روزنه­ها تا حدودی توجیه کننده­ تفاوت از نظر مقاومت به خشکی در بین گونه­ ها است. روزنه­ها می­توانند از طریق بسته شدن در دوره­ های کمبود آب، میزان اتلاف آب را کنترل کرده و به مقاومت گیاه در برابر تنش خشکی کمک کنند (اسماعیلی،۱۳۸۰؛ اشمیدت^[۸۱]، ۱۹۸۸). مهمترین نکته فیزیولوژیکی درباره روزنه­ها این است که آن­ها بعضی اوقات باز و بعضی اوقات بسته­اند. وقتی آن­ها بازند، به عنوان مسیرهای عمده­ای که از طریق آن­ها تبادل گازی میان فضای بین سلولی برگ و اتمسفر محیط انجام می­گیرد به کار می­آیند. وقتی آن­ها بسته­اند، تبادل گازی میان برگ و محیط بسیار کند می­ شود. گازهایی که از نظر فیزیولوژی اهمیت بیشتری دارند (اکسیژن، گازکربنیک و بخار آب) به طور عمده از راه روزنه­ها به درون برگ وارد و یا از آن خارج می­شوند (لسانی و مجتهدی، ۱۳۸۱). بسته­شدن روزنه­ها یکی از پاسخ­های مهم جنس بلوط به تنش خشکی است که در گونه­ های مختلف سطح حساسیت و میزان پاسخ متفاوت است (آچرار و رمبل^[۸۲]، ۱۹۹۲). حدود ۸۰ تا ۹۰ درصد بخار آبی که از گیاه خارج می­ شود در اثر هدایت­روزنه­ای است (لسانی و مجتهدی، ۱۳۸۱). روزنه­ها در گونه­ های مختلف گیاهی از نظر تعداد، شکل، چگونگی عمل و هم­چنین دامنه­ عمل بسیار متفاوتند، و در هر بخشی از گیاه غیر از ریشه پدید می­آیند، ولی در اغلب گونه­ ها بر روی برگ­ها فراوان­ترند (لسانی و مجتهدی،۱۳۸۱).

۱-۲-۷-۸– عناصر غذایی

ده عنصر غذایی ضروری که برای رشد طبیعی گیاه به مقدار زیاد مورد نیاز هستند عبارتند از: کربن، هیدروژن، اکسیژن، فسفر، پتاسیم، ازت، گوگرد، کلسیم، آهن و منیزیم. با کمبود هر یک از این عناصر در خاک، بدون توجه به فراوانی عناصر دیگر، رشد گیاه محدود خواهد شد. علاوه بر عناصر یاد شده که مورد نیاز تمام گیاهان است، عناصر خاص دیگری مانند: سدیم، کلر و ید مورد نیاز بعضی گیاهان – نه ضرورتا تمام گیاهان- هستند. وجود این عنصر در خاک به شکلی که گیاه بتواند از آن استفاده نماید، دارای اهمیت زیادی است (هاشمی­نیا و حق نیا، ۱۳۷۸).

از میان عناصر غذایی نیتروژن، فسفر و پتاسیم اهمیتی اساسی دارند. این عناصر به این دلیل دارای اهمیت بالایی هستند که:

• ممکن است به سرعت از خاک خارج شده و یا از دست بروند.
• ممکن است این عناصر به مقدار زیادی به شکل غیر قابل جذب در خاک وجود داشته باشند.
• تنها راه افزایش ذخیره فسفر و پتاسیم خاک خریدن آن­ها به شکل­های مختلف است(هاشمی­نیا و حق نیا، ۱۳۷۸).

پتاسیم، فسفر و سدیم از عناصر پر مصرف و ضروری در گیاه می‌باشند و هر یک دارای نقش‌های مهمی در گیاه می‌باشند (ملکوتی و طهرانی، ۱۳۷۹). گرچه هر عنصر نقش مشخص و به­خصوصی را به عهده دارد، اما برای کسب بهترین نتیجه عناصر باید در یک مجموعه به صورت هماهنگ عمل کنند. اثر هر عنصر خاص در گیاه به حضور عناصر غذایی ضروری دیگر وابسته است، بنابراین اثر هر عنصر را نمی­ توان بر اساس عملکرد تنها آن عنصر مورد تفسیر قرار داد (هاشمی­نیا و حق نیا، ۱۳۷۸).

۱-۲-۷-۸-۱- نقش فسفر

در اکثر مزارع کشاورزی دنیا به دلیل واکنش فسفر با کاتیون‌هایی مانند آلومینیوم و غیرمحلول شدن، از دسترس گیاه خارج می‌شود و چنین خاک‌هایی با کمبود فسفر مواجه هستند (وانگ^[۸۳]، ۲۰۰۹). بنابراین تلقیح کودهای شیمیایی فسفر به خاک یکی از راهبردهای مؤثر کشاورزان برای افزایش محصولات کشاورزی می­باشد (لیهونگ و گویلان^[۸۴]، ۲۰۰۹). وجود فسفر به جذب پتاسیم در گیاه کمک می­ کند و منجر به خنثی کردن اثرات زیادی نیتروژن می­ شود. از طرفی وجود فسفر بیش از اندازه نسبت به دیگر عناصر مورد نیاز ممکن است عملکرد را به ویژه در خاک­های سبک­تر، کاهش دهد.کمبود فسفر در گیاه منجر به ایجاد سیستم ریشه­ای کوتاه می­ شود که این امر باعث کاهش منطقه­ تغذیه گیاه شده و در نتیجه مقاومت گیاه در برابر شرایط نامساعد کمتر می­ شود. همچنین فسفر فرایند رسیدگی و بلوغ گیاه را تسریع می­ کند، به­ طور کلی فسفر با تحریک رشد و شادابی گیاه باعث پیشرفت کیفیت گیاهان و فرآورده ­های گیاهی می­ شود، در نتیجه آن­ها را در مقابل بیماری­ها مقاوم­تر می­سازد (هاشمی­نیا و حق نیا، ۱۳۷۸).

۱-۲-۷-۸-۲- نقش پتاسیم

پتاسیم یکی از عناصر مهم می­باشد که برای حیات گیاه ضروری است و به عنوان سومین عنصر غذایی اصلی برای رشد گیاه مطرح بوده و نقش اساسی در فعالیت آنزیم‌ها، سنتز پروتئین‌ها و فتوسنتز ایفا می‌کند (بازاک و بیسواس^[۸۵]، ۲۰۰۹). پتاسیم عمدتا در گیاهان به عنوان یک تنظیم کننده اسمزی مهم است (کافی و دامغانی، ۱۳۸۶). هم­چنین این عنصر در فعال سازی تعداد زیادی از آنزیم‌های فتوسنتزی، ساخت پروتئین، متابولیسم اکسیداتیو و تعادل بار الکتریکی غشاهای یاخته اهمیت دارد (شابالا^[۸۶]، ۲۰۰۳).

پتاسیم به راحتی در سرتاسر گیاه حرکت می­ کند. این عنصر عمدتا در بافت­های فعال در حال رشد وجود دارد. کمبود پتاسیم در گیاهان موجب بروز علایم زیر می­ شود:

1. رشد گیاهان کند می­ شود، ۲- لبه­ی برگ به رنگ قهوه­ای در می ­آید و این حالت از برگ­های مسن تر آغاز می­ شود، ۳- ساقه­ها ضعیف می­شوند.

نیاز کلی گیاهان به پتاسیم و میزان توانایی آن­ها در جذب این عنصر از خاک متفاوت­اند (هاشمی­نیا و حق­نیا، ۱۳۷۸). توزیع یون پتاسیم با توجه به نوع کانی‌ها از خاکی به خاک دیگر متفاوت است (جلالی، ۲۰۰۷). تثبیت و رهاسازی پتاسیم ساختمانی از این کانی‌ها به میزان یون پتاسیم موجود در محلول خاک، نوع کانی‌های رسی موجود در خاک و خشک و مرطوب شدن خاک وابسته است (استفن و اسپارکس^[۸۷]، ۱۹۹۷).

۱-۲-۷-۸-۳- نقش سدیم

سدیم برای گیاهان هالوفیت (شورپسند) مانند گیاهان تیره اسفناج ضروری است و در تنظیم فشار اسمزی نقش دارد (هاشمی­نیا و حق نیا، ۱۳۷۸). بوهنرت^[۸۸] و همکاران (۱۹۹۹) معتقدند که درهنگام تنش، میزان سدیم افزایش می­یابد و برای جلوگیری از سمیت آن، گیاه سعی در خروج و یا به واکوئل فرستادن آن می­ کند. افزایش سدیم در خاک باعث شوری خاک می‌شود و شوری خاک کاهش جذب آب و مواد غذایی را در پی خواهد داشت. سدیم بالا در برگ باعث تغییر تعداد دستجات آوندی می‌شود و همچنین قطر آوندها را به‌طور قابل ملاحظه‌ای کاهش می‌دهد (کشاورز و ملکوتی، ۱۳۸۳). همچنین اگر افزایش سدیم با گرما و خشکی هوا همراه شود، باعث پژمردگی و صدمه دائمی گیاه و افزایش سمیت یونها می‌شود (آدمس^[۸۹]، ۱۹۹۹). تاثیر اسمزی سدیم روی گیاهان، ناشی از پتانسیل آب خاک است که در اثر افزایش غلظت ماده محلول در ناحیه ریشه به وجود می‌آید. زمانی که غلظت یک یون خاص در گیاه از آستانه خود فراتر رود، باعث ایجاد حالت سمی در گیاه شده و به مقدار زیاد جذب و متابولیسم عناصر ضروری را دچار اختلال می‌کند و بدین ترتیب رشد گیاه را تحت تأثیر قرار می‌دهد (اوسموند^[۹۰]، ۱۹۷۶). افزایش سدیم در خاک حداقل دو نوع مشکل خاص در گیاهان ایجاد می‌کند:

• فشار اسمزی محلول بیرونی از فشار اسمزی سلول‌های گیاهی فزونی می‌گیرد که این خود مستلزم تنظیم اسمزی توسط سلولهای گیاهی به منظور اجتناب پسابیدگی^[۹۱] (توانایی نگهداری آب در بافت) می‌باشد.
• برداشت و انتقال یونهای پتاسیم و کلسیم توسط سدیم اضافی دچار اختلال می‌شود.

۱-۲-۷-۸-۴- نسبت سدیم به پتاسیم

ایجاد تنظیم و تعادل در عناصر غذایی مؤثر در گیاهان یک استراتژی مهم در گونه‌های مختلف گیاهی است (اختر و همکاران^[۹۲]، ۲۰۰۳). به گونه‌ای که اگر یکی از عناصر نسبت به سایرین کمتر یا بیشتر باشد، تعادل عناصر از بین می‌رود و گیاهان دچار کمبود یکی از عناصر می‌شوند. به عنوان مثال اگر میزان سدیم نسبت به پتاسیم افزایش یابد میزان شوری در اندام‌های هوایی به سرعت افزایش می‌یابد و منجر به کاهش رشد و کاهش عملکرد گیاهان می‌شود (سلطانی‌حویزه و همکاران، ۱۳۸۶). بالاتر بودن یون سدیم در خاک نمی‌تواند به آسانی جایگزین پتاسیم در گیاه شود ولی می‌تواند به‌راحتی در اندام‌های هوایی تجمع یابد و باعث کاهش رشد گیاه شود (اختر و همکاران، ۲۰۰۳).

۱-۲-۸- نشانگر مولکولی

نشانگر­های مولکولی فراوان و در هر موجود زنده­ای مورد استفاده قرار می­گیرند. اگر­چه پتانسیل نشانگر­های مولکولی برای اصلاح کنندگان از حدود ۷۵ سال پیش شناخته شده بود، ولی کاربرد آن­ها تا حدود ۳۰ سال پیش به دلیل نبود نشانگر­های مناسب بسیار محدود بوده است. گسترش نشانگر­های DNA موجب به­ کارگیری روش­های بسیاری برای غلبه بر مشکلات اصلاحی و ژنتیکی موجود شده است. در سال­های گذشته، از نشانگر­های DNA برای مطالعات پایه­ای و کاربردی در انسان، حیوان و گیاه استفاده شده است (دهداری، ۱۳۸۹).

از طرف دیگرکشف انواع مختلف آنزیم­ های محدود­گر توسط اسمیت^[۹۳] (۱۹۷۰)، همچنین کشف واکنش زنجیره­ای پلی­مراز (پی.سی.آر) توسط مولیس و فالونا^[۹۴] (۱۹۸۷) فرصت مناسب را برای بررسی تنوع و تفاوت موجودات مختلف در سطح DNA امکان­ پذیر کرده است. توسعه نشانگر­های مولکولی DNA عصر جدیدی را در علم ژنتیک گشوده است، به­ طوری که به کمک این نشانگر­ها ایجاد نقشه­های فیزیکی و ژنتیکی در موجودات زنده و هم­چنین شناسایی ژن­های کنترل­ کننده صفات کیفی و کمی امکان­ پذیر شده است (دهداری، ۱۳۸۹).

تاکنون تعداد زیادی از نشانگر­های DNA معرفی شده ­اند و در تجزیه­های ژنتیک موجودات مورد استفاده قرار گرفته­اند. این نشانگر­ها از نظر بسیاری از ویژگی­ها مانند درجه­ چندشکلی، غالب یا هم­بارز بودن، تعداد جایگاه تجزیه شده در هر آزمایش، توزیع در سطح کروموزوم، تکرارپذیری، نیاز یا عدم نیاز به توالی­یابی DNA الگو و هزینه­ های مورد نیاز با همدیگر متفاوت­اند. انتخاب بهترین نشانگر به هدف مطالعه (انگشت ­نگاری، تهیه­ نقشه­ی پیوستگی، ژنتیک جمعیت و روابط تکاملی) و سطح پلوئیدی موجود مورد مطالعه بستگی دارد (نقوی و همکاران، ۱۳۸۴).

کاوشگر­های مولکولی قطعات کوچکDNA یا RNA هستند که DNA بخصوصی را در داخل یک مخلوط پیچیده شناسایی می­ کنند. این موضوع به واسطه­ جفت شدن DNA با رشته مکمل آن امکان پذیر است. حتی در یک ژنوم بسیار بزرگ، کاوشگر فقط با توالی مکمل خود و نه جای دیگر جفت می­ شود. با توجه به اینکه کاوشگر با یک ماده رادیو­اکتیو یا شیمیایی نشان­دار می­ شود، در نتیجه قطعه مورد نظر قابل شناسایی خواهد بود. به طور معمول کاوشگر­ها از دو منبع به دست می­آیند، کاوشگر­های حاصل از DNA­ی ژنومی(gDNA)^[95] و کاوشگر­های حاصل از DNA­ی مکمل^[۹۶] (cDNA) (بی­همتا و همکاران، ۱۳۸۸).

کاوشگر­های حاصل از DNA ژنومی، با هضم کامل DNAژنوم هسته­ی گونه­ مورد بررسی با بهره گرفتن از یک آنزیم برشی به­دست می­آیند. به منظور تهیه قطعاتی که طول آن­ها با روش همسانه­سازی یا تکثیر آزمایشگاهی متناسب باشد، به­ طور معمول آنزیم با جایگاه تشخیص ۶ باز انتخاب می­ شود. اما ژنوم گونه­ های گیاهان عالی دارای مقدار زیادی DNA­ی تکراری است. بعلاوه این DNA اغلب بیان نمی­ شود، در نتیجه روش مورد استفاده، قطعات زاید زیادی تولید می­ کند که اغلب آن­ها با ژن مرتبط نیستند. به منظور رفع این مشکل از آنزیم­ های حساس به متیل­گذاری استفاده می­ شود. فرض بر این است که نواحی فعال بیان شده در مقایسه با نواحی تکراری که اغلب خاموش­اند، بسیار کمتر متیله می­شوند. آنزیمی مانند pstІ در نواحی تکراری متیل شده قطعات بسیار بزرگ و در نواحی که دارای ژن­هایی با توالی­های به ندرت تکراری یا غیر تکراری هستند، قطعات کوچکتر تولید می­ کند.

کاوشگر cDNA مربوط به ژن­های بیان شده هستند. RNA­ی پیغام­بر (mRNA) از اندام مورد نظر استخراج می­شوند، DNA مکمل آن­ها به وسیله آنزیم رونوشت­بردار سنتز می­ شود و cDNA­­ی کلون شده به عنوان کاوشگر استفاده می­شوند. در مقایسه با کاوشگر­های DNA ژنومی، CDNAدر واقع نسبت زیادی از جایگاه­های ژنی منحصر به فرد را که مختص آن گونه هستند را آشکار می­ کند (نقوی و همکاران، ۱۳۸۴).

در سال­های اخیر این تکنیک­های مولکولی، روش­های ارزشمندی می­باشند که ارتباط ژنتیکی بین و داخل گونه­ ها را تعیین می­ کند (پتیت^[۹۷] و همکاران، ۱۹۹۳). همچنین این فرض است که نشانگر­های مولکولی می­توانند برای تعیین صفات ارثی کمی استفاده شوند. این صفات کمی شامل ارتفاع نهال، وزن خشک ریشه، وزن خشک ساقه، قطر ساقه و غیره می­باشند، اما صفات سازگاری شامل انداز­گیری­های مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی پس از تنش می­باشند (بنوسزا و الکاسبی^[۹۸]، ۱۹۹۹). در میان ویژگی­های سازگاری عملکرد رشد و زنده­مانی دو پارامتر مهم می­باشند (بنوسزا و همکاران، ۲۰۰۱). همچنین نشانگر مولکولی می ­تواند حوادث تاریخی و عملکرد اجبار­های تکاملی طولانی مدت را نشان دهند، در حالی­که ویژگی­های سازگاری در اثر فشار انتخاب طبیعی ظاهر می­شوند. از طرف دیگر ویژگی­های سازگاری و ویژگی­های کمی مرتبط با رشد فنولوژی یا مقاومت با تنش در مورد گونه­ های درختان جنگلی و نیز تنوع ژنتیکی که غیرسازگار می­باشد برای یافتن جمعیت­های مناسب در امر حفاظت مهم می­باشند (هامریک^[۹۹] و همکاران، ۱۹۹۱). بنابراین نشانگر­های مولکولی حتی اگر اطلاعات زیادی از تفاوت­های کمی و ویژگی­های سازگاری را نشان ندهند، ابزار­های مفیدی برای کاربرد تجزیه­های ژنتیکی شامل موارد زیر می­باشند:

• تجزیه تنوع ژنتیکی گونه­ های مختلف (کوکس^[۱۰۰] و همکاران، ۱۹۸۶).
• شناسایی والدین مختلف برای تولید نسل­های با تنوع ژنتیکی بیشتر برای انتخاب بعدی.
• یافتن ژن­های مورد نظر هیبریدی از منابع ژنتیکی متفاوت که وجود دارد (تامپسون^[۱۰۱] و همکاران، ۱۹۹۸).

1. مونیتور کردن تغییراتی که به واسطه جابجایی ایجاد می­شوند.

تعداد زیادی از نشانگر­های DNAبرای بررسی تنوع ژنتیکی داخل یک گونه وجود دارد و هر یک دارای محاسن و معایبی می­باشند. مهمترین نشانگر­های DNA با مزایا و محاسن آن­ها در زیر آمده است (مولر و ولفنبرگ^[۱۰۲]، ۱۹۹۹).

جدول ۱-۱ مهمترین نشانگر­های DNA با مزایا و محاسن آن­ها

ویژگی	AFLP	RFLP	SSR	RAPD	Allozyme
کمیت اطلاعات	بالا	پایین	بالا	بالا	پایین
تکرار­پذیری	بالا	بالا	بالا	متغیر	بالا
کیفیت­تفاوت­های ژنتیکی	بالا	بالا	بالا	متوسط	متوسط
راحتی استفاده و طراحی اغازگر	متوسط	مشکل	مشکل	راحت	راحت
زمان طراحی اغازگر	کوتاه	طولانی	طولانی	کوتاه	کوتاه

۱-۲-۸-۱- نشانگر مولکولی AFLP

در سال ۱۹۹۵ نشانگر­های جدیدی ابداع و معرفی شدندکه به نظر می­رسد بسیاری از محدودیت­های سایر نشانگر­ها را نداشته باشد (وس^[۱۰۳] و همکاران، ۱۹۹۵). با روشی که AFLP نامیده شده است نشانگر­هایی تولید می­شوند که علاوه بر دارا بودن مزایای RFLP مانند دقت و تکرار­پذیری، ویژگی­های مثبت روش­های مبتنی بر واکنش زنجیره­ای پلی­مراز را نیز دارند (نقوی و همکاران، ۱۳۸۴). به عبارت دیگر AFLP یک تکنیک جدید، قابل دسترس و آیده­ال واکنش زنجیره­ای پلی­مراز، چندشکلی بودن طول قطعات حاصل از تکثیر (AFLP-PCR) می­باشد که نسبتاً ارزان، سریع و قابل اطمینان می­باشد و باند­های فراوانی تکثیر می­ شود (توکانه^[۱۰۴] و همکاران، ۱۹۹۹). پایه این روش، تکثیر انتخابی برخی از قطعات از بین تمام قطعات هضم شده DNA می­باشد. نکته­ی کلیدی AFLP این است که در طول ژنوم به صورت تصادفی توزیع شده است. نشانگر AFLP ثابت کرده است که یک ابزار مفید برای سنجش تفاوت­های ژنتیکی بین پایه­ها، جمعیت­ها و اجداد تکاملی مستقل مانند گونه است. بنابر­این این نشانگر دارای کاربرد وسیع تجزیه تغییرات ژنتیکی در سطح گونه و به خصوص بررسی ساختار و تفاوت بین جمعیت­ها می­باشد (ذوالفقاری، ۱۳۸۷).

این تجزیه­ها که برای حفاظت ژنتیکی نیاز می­باشند شامل تخمین تفاوت­های ساختار ژنتیکی بین جوامع و تغییرات جمعیت و QTL نیز مناسب می­باشند. مطالعات نشان داده است که این نشانگر این پتانسیل را دارد که اختلافات ژنتیکی را در سطح انگشت نگاری DNA برای شناسایی پایه­ها و تجزیه والدین حل کند. از محاسن این نشانگر این است که چند ترکیب آغازگر یک تعداد زیاد و کافی آلل چند شکل یا چند شکل تولید می­ کند. اما از معایب آن این است که پیدا کردن اختلافات کوچک بین خانواده­های نزدیک یا عدم تفاوت در کلنی­ها با یک تعداد زیاد آلل AFLP که با ترکیب آغازگر­های مختلف به وجود آمده­اند، مشکل می­باشد. همچنین هنوز مشخص نیست که چند الل باید تولید شود تا یک پایه را در سطح انگشت نگاری واقعی DNA نشان دهد. اما آلل­هایAFLP در چندین مطالعه ثابت کرده ­اند که برای پیدا کردن تغییرات ژنتیکی کم مفید می­باشند. برای مثالAFLP برای تشخیص لاین­های ایزوژنیک نزدیک در ذرت که تنها در یک قطعه کوچک از ژنوم کل، متفاوت بوده ­اند استفاده شده است. یکی دیگر از محاسن این نشانگر این است که برای تجزیه­ی آن یک مقدار کم از DNA مورد نیاز است و حتی نمونه­های کمی تخریب­شده هم می ­تواند استفاده شود. همچنین دهها الل AFLP در یک سرعت خوب با نسبت بالایی از چند شکلی در هر آزمایش تولید می­شوند. این نشانگر همچنین می ­تواند زمانی که هیچ اطلاعی از توالی گونه نداریم استفاده شود. اطلاعات روی مکان­های ژنی زیادی که به طور تصادفی در طول ژنوم پخش شده ­اند وجود دارد. در واقع این تکنیک بر پایه تکثیر PCR انتخابی از قطعات محدود یافته یک DNA ژنومی کاملا حذف شده بدون اطلاع از توالی نوکلئوتید موجود هدف می­باشد (پلاستو^[۱۰۵] و همکاران، ۲۰۰۳). اما یکی از معایب این نشانگر این است که جزء نشانگر­های بارز می­باشد و هتروزیگوتی و هموزیگوتی را نمی­ توان با بهره گرفتن از آن تشخیص داد همچنین این نشانگر در مقایسه با نشانگر­هایی مثل ریز­ماهواره که تنها اطلاع از یک مکان ژنی خاص را می­دهد، در زمره نشانگر­های چند مکانی ژنی است و اطلاعات روی تعداد زیادی مکان ژنی قرار دارند. اطلاعات ژنوتیپی از هر مکان ژنی نیز به واسطه بارز بودن آن کاهش می­یابد. به هر حال به خاطر قابلیت سرعت، آسانی، کیفیت و قابل اطمینان بودن آن، به عنوان یک ابزار مولکولی مناسب برای اکولوژیست­ها و بیولوژیست­های مولکولی مورد توجه است (مولر و ولفنبرگ، ۱۹۹۹). همین روش ساخت cDNA-AFLP به ما اجازه می­دهد تا ژن­ها و رونوشت­هایی که در تحمل به نقش دارند، شناسایی شوند و سپس بیان آن­ها را در پاسخ به تنش مانند تنش خشکی بررسی شود (گاپتو و همکاران^[۱۰۶]، ۲۰۱۲).

الف - مراحل روش کار با این نشانگر به صورت زیر می­باشد (نقوی و همکاران، ۱۳۸۴)

1. برش DNA ژنومی با دو آنزیم برش دهنده و اتصال به سازگار­ها:

ابتدا DNA­ی ژنومی باید به کمک آنزیم­ های برش­دهنده به درستی برش داده شود. یکی از آنزیم­ های برش­دهنده ۶ بازبر (مثل آنزیم EcoRΙ، PstΙ با HindllΙ که توالی ۶ بازی را برش می­دهد) می­باشد و دیگری آنزیم ۴ بازبر (مثل آنزیم MseΙ و TaqΙ که توالی چهار بازی را شناسایی و برش می­دهد) باشد. استفاده از آنزیم چهار بازبر به این دلیل است که قطعه­های حذف­شده کوتاه با اندازه مناسب برای تکثیر PCR ایجاد شود و این قطعه­ها دارای اندازه­ بهینه برای تفکیک روی ژل هستند.

آنزیم شش باز نیز برای کاهش دادن قطعه­های تکثیر شونده به­کار می­رود. اما طراحی شرایط AFLP طوری است که تکثیر غالب مربوط به قطعه­های برشی است که یک آنزیم چهار بازبر در انتهای دیگر دارند. پس از برش DNA توسط آنزیم­ های برش­دهنده سازگار ساز­های الیگونوکلئوتید دو رشته­ای با دوازده تا بیست جفت باز به هر دو انتهای قطعه­­های برشی چسپنده اضافه می­شوند. این مرحله از کار را چسپاندن می­نامند و جایگاه اتصال آغازگر برای تکثیر PCR در این مرحله مهیا می­ شود.

1. تکثیر پیش از مرحله­ انتخاب (Pre – selective amplification)

ردیف­های سازگار­ساز و جایگاه­های برشی به عنوان جایگاه­های اتصال آغازگر برای تکثیر PCR پیش از مرحله انتخاب است. آغازگر­های پیش از مرحله­ انتخاب هر کدام یک نوکلئوتید انتخابی در انتهای ۳΄(برای آغازگر­های EcorΙ و MseΙ) دارند و یا نوکلئوتید انتخابی ندارند (برای آغازگر PstΙ). محصولات اولیهPCR پیش از مرحله انتخاب قطعه­هایی هستند که در یک انتها با آنزیم چهار باز بر و در انتهای دیگر با آنزیم شش باز بر برش داده شده ­اند و همچنین دارای نوکلئوتید داخلی همساز (در حالتی که یک نوکلئوتید داخلی انتخابی در نظر گرفته شده باشد) هستند. استفاده از یک نوکلئوتید انتخابی در انتهای ۳΄ آغازگر تعداد قطعه­های برشی را ۱۶ مرتبه کاهش می­دهد. در حقیقت در این مرحله الگو­های DNA­های مناسب برای مرحله­ تکثیر انتخابی فراهم می­گردد. کاهش در تعداد قطعه­های DNA به همراه کاهش بیشتر در مرحله انتخابی برای این است که از تعداد زیادی از قطعه­های DNA­های ایجاد شده، فقط قطعه­های ویژه­ای تکثیر شوند. علاوه بر آن تعداد زیاد باند سبب ایجاد لکه بر روی ژل الکتروفورز می­ شود.

1. تکثیر انتخابی (Selective amplification)

در این مرحله از آغازگر­ایی که فقط دو نوکلئوتید انتخابی (آغازگر PstΙ ) با سه نوکلئوتید انتخابی (آغازگر­های ECORΙ و MseΙ) در انتهای ۳΄دارند، برای تکثیر قطعه­ای الگو استفاده می­ شود. معمولا توصیه می­ شود در گونه ­هایی که ژنوم کوچک دارند از دو نوکلئوتید انتخابی و در گونه ­هایی که ژنوم بزرگ دارند از سه نوکلئوتید انتخابی استفاده شود.

۱-۲-۹- واکنش زنجیره­ای پلی­مراز ( ^[۱۰۷] (PCR

این تکنِیک در اواسط دهه­ ۱۹۸۰ بوسیله­ی کری مولیس معرفی شد. به دلیل کاربردها و مزیت های بسیار زیاد آن به سرعت در زیست­شناسی مولکولی گسترش پیدا کرد. امروزه این روش تقریبا در تمامی آزمایشگاه­های زیست مولکولی جزو کارهای متداول می­باشد و به صورت خودکار بوسیله یک کامپیوتر انجام می­ شود. این تکنیک تمامی مشکلات قبلی در زیست­مولکولی که ناشی از عدم دسترسی به مقادیر زیاد از DNA یکسان بود را برطرف کرد. برای مثال قبلاً برای به­دست­آوردن نسخه­های­متعدد از یک ژن خاص می­بایست این ژن را به داخل حامل مناسب وارد کرده و در یک باکتری تکثیرکنند. ولی امروزه این­کار را به سادگی و با بهره گرفتن از PCR انجام می­ دهند.PCR از نظر اصول عملی تشابه زیادی به همانندسازی DNA دارد و در واقع برگرفته از آن است (یزدی صمدی و همکاران، ۱۳۸۰). سرعت و سادگی روش PCRبه همراه افزایش تنوع محصولات مربوطه باعث علاقه­ بسیار جهت استفاده از PCR در آزمایش­ها شده است.PCR با بهره گرفتن از اجزای همانندسازی طبیعی DNA، در داخل لوله آزمایش DNA را تکثیر می­نماید.

PCR طی سه مرحله مجزا که با دما مشخص می­شوند، انجام می­گیرد (شکل ۱-۱):

- ابتدا DNA الگو تقلیب (denature) می­ شود تا رشته­ های مکمل جدا شوند. دمای مورد نیاز برای این مرحله c°۹۴ می­باشد.

- در مرحله بعد واکنش، تا رسیدن به یک دمای اتصال (annealing) سرد می­ شود تا پرایمر­های الیگو نوکلئوتیدی بتوانند به DNA الگو متصل شوند. طی مرحله اتصال، DNA پلی­مراز مقاوم به حرارت فعال بوده و به محض اتصال پرایمر­ها بهDNA الگو، افزایش طول آن­ها را آغاز خواهد کرد. دمای مورد نیاز جهت اتصال پرایمر­ها °c72-40 (غالبا شروع با °c55) می­باشد.

- نهایتا واکنش تا رسیدن به دمایی نزدیک به دمایی نزدیک به دمای بهینه فعالیت آنزیم پلی­مراز حرارت داده می­ شود، که c°۷۲ دمای بهینه برای بسیاری از DNA پلی­مراز­های مقاوم به حرارت می­باشد.

- تکرار سه مرحله بالا برای ۴۰-۲۵ بار، که بستگی به کاربرد­های خاص دارد.

نهایتا واکنش تا دمای اتاق یا C°۴ سرد می­ شود که بستگی به کاربرد محصول و نوع ترموسایکلر مورد استفاده دارد (کریمی و همکاران، ۱۳۸۳).

شکل۱-۱- واکنش زنجیره­ای پلی­ مراز(PCR)

۱-۲-۱۰- بیان ژن

بیان ژن فرایندی است که در آن اطلاعات بیولوژی درون ژن استفاده می‌شود تا یک محصول کاربردی از آن به­دست آید. محصول ژن­ها عمدتا پروتئین‌ها هستند و از محصولات غیر پروتئینی می‌توان به rRNA،tRNA،snRNA اشاره کرد. فرایند بیان ژن بوسیله تمام یوکاریوت‌ها و پروکاریوت‌ها (باکتری‌ها و غیره) انجام می­گیرد. مراحل مختلفی را می‌توان برای فرایند بیان ژن در نظر گرفت که عموما شامل رونویسی، اتصال RNA، ترجمه و تغییرات بعد از ترجمه یک پروتئین می‌باشد. تنظیم ژن به سلول این امکان را می‌دهد تا بتواند ساختار و کاربرد خود را کنترل کند و این مسئله پایه­ای برای تفاوت­های سلولی، دگرگونی (تکامل) و مهارت تطبیق ارگانیسم­ها با شرایط جدید است. تنظیم ژن همچنان می‌تواند به عنوان یکی از زیر لایه­ های تکامل در نظر گرفته شود چون­که کنترل زمان­بندی، مکان و مقدار ژن می‌تواند تاثیرات مهمی در عملکرد ژن­ها درون سلول یا کل ارگانیسم پرسلولی داشته باشد. در علم ژنتیک، بیان ژن یکی از مهمترین مسائل بنیادی است که کمک می­ کند تا ژنوتیپ به صورت فنوتیپ ظاهر شود. درواقع کدهای ژنتیکی که در رشته­ های DNA ذخیره شده ­اند به­وسیله بیان ژن تفسیر می­شوند و خصوصیات و نحوه بیان ژن باعث به ­وجود آمدن فنوتیپ در ارگانیسم خواهد شد (یزدی صمدی و ولی­زاده، ۱۳۸۰).

۱-۲-۱۰-۱- مراحل مختلف بیان ژن

الف- رونویسی

تولید یک کپی RNA از روی DNA را مرحله رونویسی می­نامند (یزدی صمدی و همکاران، ۱۳۸۰)، به عبارت دیگر واکنش رونویسی ساختن یک مولکول RNA می­باشد. این فرایند بوسیله ی RNA polymerase انجام می­ شود. نکته کلیدی آغاز رونویسی این است که یک آنزیم RNA پلی­مراز باید در جایگاه آغاز رونویسی که به وسیله پروموتر یا راه­انداز مشخص می­ شود، و درست در دست بالای ژنی که باید رونویس شود قرار می­گیرد. همانطور که در شکل ۱-۲ مشاهده می­ شود رونویسی با حضور الگوی ۳ DNA تنظیم می­گردد و DNAی الگو ترتیبی که نوکلئوتید­های منفرد به RNA پلیمریزه می­شوند را هدایت می­ کند. بنابراین رونوشت ۵RNA به شکل گام به گام ساخته می­ شود تا این­که در هر لحظه یک نوکلئوتیدRNA را به رشته RNA درحال تولید، اضافه شود. رشته RNA با رشته DNA اصلی (غیرالگو) یکسان است تنها با این تفاوت که در آن به جای تیمین(T) از اوراسیل(U) استفاده شده است. عمل رونویسی پس از رسیدن به یک توالی مشخص خاتمه می­یابد (مجد و همکاران، ۱۳۸۰).

شکل۱-۲: رونویسی- تولید یک کپی RNA از روی DNA.

در پروکاریوت­ها مولکول­های mRNA رونوشت مستقیم ژن­ها هستند (جز درارکی­باکتر­ها) و تقریبا بدون تغییر و همزمان با رونویسی عمل ترجمه آن­ها آغاز می­ شود. اما در یوکاریوت­ها مولکول­های mRNA پس از رونویسی عمل پردازش (شکل۱-۳) یا حذف اینترون­ها و اتصال اگزون­ها صورت می­گیرد.

شکل۱-۳: پردازش- مرحله حذف اینترون و اتصال اگزون­ها

ب- ترجمه

برای بعضی ژن­ها رونوشت RNA محصول نهایی بیان ژن است (شکل ۱-۴). در ژن­های دیگر این رونوشت دستخوش مرحله دوم بیان ژن یعنی ترجمه می­ شود. در حین عمل ترجمه مولکول RNA (که RNA­ی پیک یا mRNA نامیده می­ شود)، ساختن یک پلی­پپتید را هدایت می­ کند به­ طوری که توالی اسید­های آمینه­ی آن به وسیله­ توالی نوکلئوتیدی mRNA تعیین می­ شود، (که آن­هم از توالی نوکلئوتیدی ژن به­دست آمده است). هر سه باز ریبونوکلئوتیدی متصل به­هم یا تریپلت محل استقرار یک اسید آمینه خاص را تعیین می­ کند و تشخیص اسیدآمینه مربوط به هر تریپلت توسط رمز ژنتیک مشخص می­گردد. ساخت پروتئین کلید اطلاعات ژنتیکی است، در مورد همه ژن­ها نقطه پایانی بیان ژن ساختن یک مولکول RNA یا یک پلی پپتید است (یزدی صمدی و ولی­زاده، ۱۳۸۰).

شکل۱-۴: ترجمه- ساخته شدن پلی­پپتید

۱-۲-۱۱- واکنش نسخه­برداری معکوس^[۱۰۸]

اساس RT-PCR بر آنزیم نسخه­بردار معکوس، یک DNA پلی­مراز وابسته به RNA، و توانایی آن برای ساخت رشته DNAی مکمل (رشته اول cDNA) از روی mRNA الگو بنا شده است. واکنش نسخه­برداری معکوس را می­توان روی RNA کل سیتوپلاسمی و یا بر روی mRNA خالص­شده انجام داد. نکته مهم این است که DNA ژنومیک نیز می ­تواند به عنوان PCR عمل کند. یک کنترل مناسب جهت بررسی آلودگی واکنش با DNA ژنومی یک واکنش شاهد است که در آن مرحله نسخه­برداری معکوس انجام نشده است. بسیاری از کیت­های تجاری، خالص­سازی RNA کل و یا mRNA را با کیفیت بالا و عاری از DNAانجام می­ دهند، ولی می­توان در مراحل خالص­سازی RNA یک مرحله هضم با DNASE I عاری از RNASE (Rnase free dnase I) قرار داد.

مرحله بعدی تبدیل mRNA به رشته اول cDNA می­باشد. این کار اغلب با بهره گرفتن از پرایمر Oligo-dt انجام می­ شود که می ­تواند به دم پلی mRNA ۳´A یوکاریوت­ها متصل شود و امکان cDNA را از روی مولکول­های mRNA موجود در واکنش توسط آنزیم نسخه­بردار معکوس فراهم سازد. این کار را می­توان بر رویmRNA جدا شده از ستون و یا بر روی mRNA جذب شده بر روی یک بستر جامد انجام داد. در نهایت بررسی محصولات حاصل از تکثیر RT-PCR انجام می­ شود (کریمی و همکاران، ۱۳۸۳).

۱-۲-۱۱-۱- PCR به همراه نسخه­برداری معکوس (RT-PCR)

بررسی بیان ژن نیاز به تعیین دقیق میزان mRNA دارد، ولی اساس PCR تکثیر DNA است نه RNA اکنون سوال این است که چگونه می­توان از آن برای بررسی RNA استفاده کرد؟ برای این­کار ابتدا RNA را با بهره گرفتن از روش کاملا شناخته شده نسخه­برداری معکوس که در حالت طبیعی توسط ویروس­های RNA­ دار برای تبدیل RNAی ژنومی آن­ها به DNAدر داخل سلول میزبان به­کار می­رود، تبدیل به DNAمی­ شود (شکل ۱-۵). سپس تکثیر PCR بر روی cDNA (DNA مکمل Complementry) به­دست آمده می­گیرد (کریمی و همکاران، ۱۳۸۳).

RT-PCR استاندارد یک روش سریع، متنوع و فوق­العاده حساس برای بررسی بیان یک ژن مورد نظر ارائه می­دهد و هم­چنین می ­تواند اطلاعات نیمه کمی نیز درباره میزان بیان فراهم سازد.

شکل۱-۵: رونویسی معکوس- تکثیر PCR از روی cDNA

فصل دوم:

مروری بر پژوهش­های پیشین

۲-۱- ویژگی­های مرفولوژیک و رویشی

تحقیقات بسیاری در مورد ویژگی­های رویشی و مورفولوژیک گیاهان در ارتباط با تنش خشکی صورت گرفته است و اکثر آن­ها بر تاثیر بسیار زیاد تنش کمبود آب بر این صفات تاکید دارند. در مطالعه­ ای که توسط لی و همکاران (۲۰۰۷) صورت گرفت اثر تنش خشکی روی Populus przewalskii کاهش معنی­داری را در خصوصیات رویشی از جمله ارتفاع ساقه، قطر یقه، بیوماس کل، تعداد کل برگ و مساحت کل برگ مشاهده شد. هم­چنین مطالعه دیگری بر روی Q. ilex نشان داد که نسبت ساقه به ریشه در تیمارهای شدید خشکی کاهش یافت (سالوادور و همکاران، ۲۰۰۴). تاثیر تنش خشکی بین ژنوتیپ­های بادام تلخ از نظر وزن خشک (ساقه، برگ و ریشه) هم اختلاف معنی­داری مشاهده گردید (رحمانی و همکاران، ۱۳۸۵). در گیاه زیتون نیز نسبت وزن خشک به سطح برگ در تیمار بدون آبیاری نسبت به کنترل، افزایش یافت (سوفو و همکاران، ۲۰۰۵). در مطالعه­ ای که توسط جیمس^[۱۰۹] و همکاران (۲۰۰۵) بر روی گونه­ های مختلف Alnus sp. صورت گرفت، گونه ­هایی که تحت تنش خشکی بودند از نظر رشد طولی ساقه کاهش معنی­دار بیشتری نسبت به گونه­ های شاهد داشتند.

بررسی بر روی ۵ گونه مهم جنگلی در تارایی توسط رائو^[۱۱۰] (۲۰۰۸) نیز نشان داد که طی تنش خشکی تغییرات ارتفاع نهال و میزان بیوماس در این گونه­ ها متفاوت بود، به­ طوری که گونه­ Leucaena leucocephala به­عنوان متحمل­­ترین گونه عکس­العمل کمتری را نشان داد و گونه­ Albizzia lebbek بعنوان حساس­ترین گونه به خشکی، بیشترین کاهش را از لحاظ این پارامترها در برابر تنش کمبود آب نشان داد و سریع‌تر از ۴ گونه دیگر از بین رفت.

همچنین طی تحقیقی که پولوس و همکاران (۲۰۰۷) انجام دادند اثبات کردند که خشکی تاثیر معنی­داری روی خصوصیات رویشی گونه­ های بلوط مورد مطالعه داشت. به طوری که این مقادیر در گونه Q. sideroxyla بیشتر ازگونهQ. laceyi تحت تاثیر قرار گرفت و آن­ها به این نتیجه رسیدند که گونه Q. laceyi نسبت بهsideroxyla Q. مقاوم­تر می­باشد. وناتور^[۱۱۱] (۱۹۷۶) در مطالعه بر رویPinus cariabae مشاهده نمود که نهال­های حاصل از خانواده­های مقاوم به خشکی، با کاهش سطح برگ و بیوماس هوایی از کم شدن یا مصرف آب اجتناب می­ کنند.

مطالعه بر روی نهال­های Q. ilex و Cariaria nepalensis و Eucalyptus microtheca نیز نشان داد که طی تنش خشکی نسبت ریشه به ساقه، به دلیل افزایش میزان رشد ریشه نسبت به میزان رشد وزن برگ و ساقه در این گونه­ ها افزایش می­یابد که می ­تواند دلیلی برای تلاش گیاه برای دسترسی به آب و بقا باشد (سالوادور و همکاران، ۲۰۰۴ ؛ بارگالی و تیواری، ۲۰۰۴ ؛ سوسیلوتو و برنینگر، ۲۰۰۷).

در سال ۲۰۰۴ ژانگ و همکاران^[۱۱۲] در بررسی روی اکوتیپ­های مختلف صنوبر بر روی خاک­هایی با محتوای آب متفاوت به این نتیجه رسیدند که تغییر در مقدار آب سبب کاهش ارتفاع، سطح کل و تعداد کل برگ، و نسبت ریشه به ساقه می­ شود و در اکوتیپ­های مختلف مقدار این پارامترها کاهش یافت. مرچانت و همکاران^[۱۱۳] (۲۰۰۷) با بررسی ۶ گونه اکالیپتوس تحت شرایط کمبود آب کاهش معنی­داری را در ارتفاع گیاه، قطر و سطح برگ و SLA ۳ گونه از آن­ها مشاهده نمود ولی این پارامترها در گونه­ های دیگر معنی­دار نشد.

۲-۲- ویژگی­های فیزیولوژیکی

۲-۲-۱- محتوی نسبی آب (RWC)

در یک آزمایش که بین تیمارهای مختلف تنش خشکی بر روی دو گونه­ بلوط انجام گرفت، RWC برگ­ها تفاوت معنی­داری را نشان نداد ولی میزان بیوماس در گونه Q. ruber نسبت به Q. petraea طی استرس آبی عکس­العمل شدیدتری را از خود نشان داد ( گیگر و توماس^[۱۱۴]، ۲۰۰۵). تزارا^[۱۱۵] و همکاران (۲۰۰۳) با مطالعه بر روی گونه Lycium nodosum تحت تنش خشکی و شوری به این نتیجه رسیدند که افزایش این تنش­ها باعث کاهش میزان RWC می­ شود.

نتایج پولوس و همکاران (۲۰۰۷) بر روی دو گونه Q. laceyi و Q. sideroxyla حاکی از کمتر بودن میزان RWC برگ در حالت کنترل در Q. laceyi در مقایسه با Q. sideroxyla بود که مقاومت بیشتر Q. laceyi را در برابر خشکی نشان داد. شونفلد و همکاران (۱۹۸۸) بیان کردند که با افزایش تنش رطوبتی، RWC برگ­ها در گونه گندم کاهش پیدا می­ کند که علت کاهش محتوای نسبی آب، کاهش پتانسیل آب برگ و کاهش جذب آب از ریشه­ها در شرایط تنش خشکی می­باشد. سینگ و سینگ (۱۹۹۵) در بررسی تأثیر تنش خشکی بر روی گندم و ذرت در شرایط مزرعه ای گزارش کردند که افزایش شدت تنش خشکی سبب کاهش محتوای نسبی آب برگ می­ شود. هم­چنین مارتین و همکاران (۱۹۸۸) نیز در شرایط تنش خشکی، افت در محتوای نسبی آب ارقام متحمل و حساس ذرت را گزارش و بیان کردند کاهش در محتوای نسبی آب ارقام حساس به خشکی در شرایط تنش رطوبتی بیش از ارقام متحمل به خشکی است .

رامیرز-والیجو و کلی (۱۹۹۸) نیز بالا بودن محتوای نسبی آب در ارقام مقاوم به خشکی باقلا را گزارش کردند. سالوادور و همکاران (۲۰۰۴) با بررسی نهال­های Q. ilex در دو دوره ۵/۲ و ۵/۳ ماهه در پتانسیل آب ۶/۲ تا ۷۶/۲ مگاپاسکال و رویو و همکاران (۲۰۰۱) نیز با برررسی گونه Pinus halepensis در دو سال متوالی طی ۳ ماه، در ۴ تیمار کنترل، ضعیف، متوسط و شدید تفاوت معنی­داری را در میزان محتوی نسبی آب در تیمارهای مختلف کمبود آب مشاهده ننمودند. در تحقیقی که توسط رعنائیان و همکاران، (۱۳۹۲) بر روی گیاه توتون انجام گرفت، میزان محتوای نسبی آب در گونه­ های تحت تنش کاهش معنی­داری نسبت به گونه­ های شاهد داشتند. طی تحقیق که شریعت و عصاره در سال ۱۳۸۷ بر روی ۴ گونه اکالیپتوس تحت شرایط خشکی انجام دادند با افزایش شدت تنش خشکی در اثر کاهش پتانسیل آبی از ۱/۰- به ۲/۱- مگاپاسکال، شاهد کاهش معنی­داری در میزان RWC برگ هر ۴ گونه بودند (شریعت، ۱۳۸۷).

۲-۲-۲- عملکرد فتوسیستم II

سوزا^[۱۱۶] و همکاران (۲۰۰۳ ) در تحقیق بر روی گونه­ Vigna unguiculata تحت تنش خشکی به این نتیجه رسیدند که با افزایش تنش خشکی عملکرد فتوسیستم II ( (fv/fm کاهش یافت. پولوس و همکاران (۲۰۰۷( عکس­العمل­های فیزیولوژیک دو گونه­ Q. laceyi و Q. syderoxila را در ۵ زمان به مدت ۷ هفته در برابر استرس­های کم آبی مورد مطالعه قرار دادند و طبق نتایج گونه­ Q. syderoxila بردباری کمتری نسبت به خشکی نشان داد به­ طوری که میزان کلروفیل فلورسنس در هفته ۶ در این گونه کاهش پیدا کرد و کاهش این پارامتر در گونه­ Q. laceyi که یک گونه­ مقاوم شناسایی شد در هفته ۷ اتفاق افتاد. طی تحقیقی که پوپوویک^[۱۱۷] و همکاران در سال ۲۰۱۰ روی نهال­های Q. ruber انجام دادند، به این نتیجه رسیدند که طی تنش خشکی میزان fv/fm کاهش پیدا می­ کند، به طوری که در این بررسی عملکرد فتوسیستم II از همان تنش کمبود آب ضعیف سیر نزولی را در پی داشت.

بررسی تاثیر تنش خشکی در دو گونه­ P. khinjuk و P. mutica توسط رنجبرفوردویی^[۱۱۸] و همکاران (۲۰۰۰) تفاوت معنی­داری را از نظر میزان کلروفیل فلورسنس II در بین تیمار تنش کمبود آب و کنترل نشان داد که این تفاوت در گونه­ P. mutica بیشتر از P. khinjuk بود که حاکی از مقاومت بیشتر P. khinjuk است. بررسی روی نهال­های دو گونه Q. agrifolia , Q. lobata تحت شرایط استرس آبی تفاوت معنی­داری را از نظر فتوسنتز و عملکرد فتوسیستم II نشان داد، به طوری که نهال­های Q. agrifolia نسبت به Q. lobata تحت استرس بیشتری قرار گرفتند و این پارامترها در آن­ها بیشتر کاهش یافت (ماهال^[۱۱۹] و همکاران، ۲۰۰۹). در مطالعه متی^[۱۲۰] و همکاران (۱۹۹۶) تنش خشکی در هر دو گونه Q. ilex, Q. pubescens باعث کاهش در میزان عملکرد فتوسیستم II شد که این تفاوت معنی­دار در Q. ilex بیشتر از Q. pubescens بود. اپرون (۱۹۹۷) با بررسی تاثیر تنش خشکی روی دو گونه Cedrus atlantica و C. libaniدر دو پروونانس ترکیه و فرانسه بیان کردند که با توجه به اینکه کمبود آب باعث بسته شدن روزنه­ها می­ شود، این امر خود باعث کاهش فتوسنتز و عملکرد فتوسیستم II می­ شود که گونه C. libani در پروونانس ترکیه تفاوت معنی­دار بیشتری را در حالت استرس آبی نسبت به گونه Cedrus atlanticaاز پروونانس فرانسه نشان داد. حاجی میرزایی (۱۳۸۵) بر اساس نتایج به­دست آمده از آزمایش غلظت کلروفیل در برگ های نهال­های پسته وحشی گزارش نمود که با افزایش مدت زمان خشکی میزان غلظت کلروفیل در برگ­ها کاهش می­یابد که این حالت در مورد غلظت کلروفیل a، کلروفیلb ، مجموع کلروفیل a وb و نسبت کلروفیل a به b نیز مشاهده شد. به نظر می­رسد کاهش میزان کلروفیل تحت تنش به ­واسطه­ تجزیه آن است. همچنین مجموع رنگدانه­های a وb در گونه تاغ با افزایش تنش خشکی کاهش معنی داری را نشان می­دهد. نسبت کلروفیل aبه b با افزایش دفعات آبیاری در گونه تاغ به شدت کاهش یافت. به عبارت دیگر افزایش مدت زمان بین دو آبیاری به میزان بیشتری باعث کاهش کلروفیل aگردید (بالابندی۱۳۸۴).

دامسین و رامبال (۱۹۹۵) گونه Q. pubescens را در معرض خشکی تابستان قرار دادند و عملکرد فتوسیستم II را هم تحت نور و درجه حرارت شدید و هم در تاریکی اندازه ­گیری نمودند و مشاهده نمودند که تنها برگ­ها در نور و درجه حرارت شدید عملکرد فتوسیستم II آن­ها کاهش یافت و در تاریکی تغییری مشاهده نشد، بنابراین گونه مورد مطالعه را گونه ­ای بردبار به خشکی معرفی نمودند.

مزوروس و همکاران (۲۰۰۸) عکس­العمل­های فیزیولوژیکی گونه Q. petraea را در مقابل استرس­های خشکی و گرمایی مورد مطالعه قرار دادند و به این نتیجه رسیدند که این استرس­ها، فعالیت­های فتوشیمیایی برگ این گونه را تحت تاثیر قرار داده و عملکرد فتوسیستمII نسبت به مشخصه­های رشدی برگ تغییرات بسیار کمتری داشت.

در تحقیقی که پوپوویک و همکاران (۲۰۱۰) بر روی نهال­های Q. robur تحت تنش انجام دادند، به این نتیجه رسیدند که عملکرد فتوسیستم II در خشکی کاهش پیدا کرد. مطالعات دیگر انجام گرفته بر روی Q. robur نیز همین نتیجه را اثبات نمود (مولچانوو^[۱۲۱]، ۲۰۰۹ ؛ روسنکویست و همکاران^[۱۲۲]، ۲۰۱۰).

۲-۲-۳- نشت الکترولیت (EC)

تحقیقی که سالوادور در سال ۲۰۰۴ انجام داد، دریافت که خشکی سبب افزایش نرخ نشت الکترولیت برگ و در نتیجه کاهش پایداری سلول‌های غشایی می­ شود. نادلر و همکاران (۲۰۰۷) ، ۴ گونه موز ( (Musa acuminate، مانگو(Mangifera indica L.) و زیتون(Olea europaea L.) و خرما (Phoenix dactylifera L.) را تحت رژیم آبیاری متفاوت قرار دادند و تفاوت معنی­داری در میزان EC ساقه در این گونه­ ها و تیمارهای مختلف آبی مشاهده نمودند. به طوری که با کاهش میزان آبیاری، مقدار نرخ نشت الکترولیت ساقه افزایش یافت.

بررسی بردباری به خشکی گیاه سویا نیز نشان داد که استرس کم­آبی میزان پایداری غشای سیتوپلاسمی را کاهش می­دهد (ژانگ و همکاران، ۲۰۰۷). کوچوا و جورجیوف (۲۰۰۳) نیز در ارزیابی مقاومت به خشکی ارقام Hordeum vulgare L. ، تخریب کمتری در غشاهای سلولی ارقام مقاوم تر به خشکی مشاهده کردند.

۲-۲-۴- فتوسنتز و هدایت روزنه­ای

تحقیقی که روی گیاه زیتون تحت تاثیر تنش آبی صورت گرفت، نشان داد مقدار آب کمی که در بافت­ها ذخیره می­ شود به سمت ریشه و برگ شیب پیدا می­ کند و در نتیجه رشد متوقف شده و فتوسنتز و تعرق غیر فعال می­شوند (سوفو، ۲۰۰۷).

در مطالعه­ ای که توسط (توماس^[۱۲۳]، ۲۰۰۰) بر روی Q. robur انجام گرفت، بیشترین تاثیر خشکی بر روی هدایت روزنه­ای بوده به­ طوری که تنش خشکی با کاهش هدایت روزنه­ای، تعرق را به صورت خطی کاهش داد، در حالی­که کاهش فتوسنتز کمتر بود. دایت مارووا^[۱۲۴] و همکاران (۲۰۰۹) پاسخ­های فیزیولوژیکی نهال­های Picea abiesرا تحت تنش خشکی مورد مطالعه قرار دادند و پتانسیل آبی برگ، هدایت روزنه­ای و تبادلات دی­اکسیدکربن را بررسی کردند. نتایج این بررسی نشان داد که تنش خشکی منجر به کاهش پتانسیل آب برگ شد و این کاهش در پتانسیل آبی توام با تغییرات سریع در هدایت روزنه­ای بود و با افزایش تنش خشکی هدایت روزنه­ای و تبادلات دی اکسیدکربن کاهش یافت و این تغییرات باعث افزایش توانایی گیاه برای زنده ماندن و رشد در طول دوره­ خشکی شدند. مدیاولا و اسکودرو^[۱۲۵] (۲۰۰۴) پاسخ­های روزنه­ای را نسبت به تنش خشکی در گونه­ های Q. rotundifolia وQ. faginea مورد مطالعه قرار داد. نتایج نشان داد که گونه­ Q. rotundifolia نسبت به گونه­ faginea Q. مقاوم­تر بود زیرا هدایت روزنه­ای آن طی تنش خشکی کمتر تغییر کرد. استیسی و آلن^[۱۲۶] (۱۹۹۷) گونه­ Q. havard را به مدت یک ماه در معرض تنش خشکی قرار دادند و با میزان تغییر جزئی که در میزان فتوسنتز و هدایت روزنه­ای رخ داد این گونه را یک گونه­ بردبار به خشکی اعلام کردند. تزارا و همکاران در سال ۲۰۰۳ با مطالعه بر روی گونه­ Lycium nodosum تحت تنش خشکی کاهش معنی­داری را در نرخ فتوسنتز و هدایت روزنه­ای در شرایط افزایش تنش مشاهده نمودند. در بررسی که روی میزان فتوسنتز و هدایت روزنه ای در دو گونه Q. ilexو Laurus nobilis تحت شرایط خشکی توسط آرنا^[۱۲۷] و همکاران (۲۰۰۸) انجام شد، نتیجه گیری کردند که تحت شرایط خشکی مساوی، میزان فتوسنتز و هدایت روزنه­ای در گونه Q. ilex نسبت به گونه L. nobilis بیشتر بود و در نتیجه به خشکی مقاوم­تر است.

در تحقیقی که سالوادور و همکاران (۲۰۰۴) انجام دادند دریافتند که خشکی سبب کاهش پتانسیل اشباع اسمزی، هدایت روزنه­ای، تبخیر و تعرق و ظرفیت رشد ریشه می­ شود. مطالعه رائو (۲۰۰۸) روی ۵ گونه مهم منطقه تارایی از جمله Albizzia lebbek، Dalbergia sissoo، Laucaena laucocephala، Shorea robusta، Tectonia grandis نشان داد که تنش شدید خشکی موجب کاهش وزن خشک، فتوسنتز و تعرق در همه گونه‌ها و افزایش مقاومت روزنه­ای در تمامی این ۵ گونه گردیده است.

ژانگ (۲۰۰۴) با بررسی اکوتیپ­های مختلف صنوبر دارای خاک­هایی با میزان آب متفاوت به این نتیجه رسیدند که تغییر در مقدار آب، فتوسنتز و هدایت روزنه­ای را کاهش می­دهد و در اکوتیپ­های مختلف مقدار این کاهش متفاوت است. اپرون و دریر (۱۹۹۳) با مطالعه بر روی یک توده طبیعی از Q. petrea وQ. robur نتیجه گرفتند که بعد از انجام تنش خشکی در این گونه­ ها میزان فتوسنتزشان کاهش پیدا نکرد، بنابراین مشخص گردید که این گونه­ ها به خشکی مقاوم می­باشند. با بررسی ترزا و همکاران (۲۰۰۸) روی نهال­های Q. ilex طی استرس­های خشکی در میزان کلروفیل فلورسنس، فتوسنتز و کارایی مصرف آب در تیمارهای مختلف خشکی تفاوت معنی­داری مشاهده شد.

واگنر و دریر^[۱۲۸] (۱۹۹۷) با بررسی اثر تنش خشکی بر روی نهال­های سه گونه بلوط Q. petrea وQ. robur و Q. rubra مشاهده نمودند که در گونه Q. petrea میزان فتوسنتز و هدایت روزنه­ای، میزان بیوماس و عملکرد فتوسیستمII نسبت به دو گونه دیگر کمتر تغییر نمود و بنابراین به عنوان یک گونه مقاوم­تر شناسایی شد. در مطالعه­ ای که توسط بهبودیان^[۱۲۹] و همکاران (۱۹۸۶) بر روی تاثیر تنش کمبود آب بر میزان فتوسنتز در پسته خوراکی صورت گرفت، مشاهده نمودند که این گونه در شرایط سخت کم آبی در حالتی که پتانسیل آبی برگ به ۵- مگاپاسکال رسیده بود، قادر به انجام فتوسنتز می­باشد.

۲-۳- جذب عناصر

در مطالعه­ ای که توسط نیکان و قربانلی (۲۰۰۷) بر روی سویا صورت گرفت بیان کردند که تنش خشکی موجب افزایش پتاسیم در اندام هوایی شد. هم چنین در مطالعه­ ای که توسط لی^[۱۳۰] و همکاران (۲۰۰۳) بر روی برنج صورت گرفت بیان کردند که گونه­ های بردبار به خشکسالی سدیم بیشتری را دفع و با جذب بیشتر پتاسیم، نسبت سدیم به پتاسیم را در اندام هوایی خود پایین نگه می­دارند. در مطالعه­ ای که توسط منصوری و همکاران (۱۳۹۰) بر روی ژنوتیپ­های مختلف برنج ایرانی تحت تنش خشکی صورت گرفته بود بیان کردند که ارقام متحمل، سدیم بیشتری را دفع کرده و با جذب پتاسیم بیشتر، نسبت سدیم به پتاسیم را در اندام هوایی خود پایین نگه می دارند آن­ها گزارش کردند که تنها مقدار سدیم و پتاسیم در تفکیک ارقام متحمل از حساس نمی تواند معیار کافی باشد، بلکه نسبت این دو یون سدیم به پتاسیم عامل مهمتری است تنش خشکی عموما باعث بالا رفتن میزان یون سدیم و کاهش جذب یون پتاسیم می­ شود، چرا که سدیم تمامیت غشاء سلول­های ریشه را از بین برده و از جذب انتخابی سلول می­کاهد (ایزو و همکاران^[۱۳۱]، ۱۹۹۱). والیا و همکاران، (۲۰۰۵) با مطالعه­ ای که بر روی برنج انجام داده بودند به این نتیجه رسیدند که تجمع سدیم در گیاه منجر به خسارت می­ شود. در مطالعه­ ای که توسط تاج­عبدی­پور (۲۰۰۴) بر روی سه رقم پسته بادامی نشان داد که دوره آبیاری تاثیر معنی­داری بر غلظت پتاسیم برگ ندارد در حالی که غلظت پتاسیم ساقه و ریشه به طور معنی داری تحت تاثیر افزایش دور آبیاری قرار می­گیرد. در مطالعه­ ای که توسط آخوندی^[۱۳۲] و همکاران، (۲۰۰۶) بر روی یونجه انجام شد به این نتیجه رسیدند که سدیم و پتاسیم در اثر تنش خشکی در اندا­م­های گیاه افزایش می­یابد. هم­چنین نشان دادند که نسبت سدیم به پتاسیم در اندام­های هوایی و ریشه، با افزایش تنش خشکی افزایش می­یابد. هم­چنین در مطالعاتی که توسط حاج میرزایی^[۱۳۳]، (۲۰۰۶) بر روی بنه و ترنر، (۱۹۸۵) بر روی فلفل و بابو و پرکاش^[۱۳۴]، (۲۰۰۶) بر روی انگور انجام شد بیان کردند غلظت فسفر ریشه با افزایش تنش خشکی کاهش می یابد، این در حالی است که در پژوهشی که توسط موسوی^[۱۳۵] و همکاران، (۲۰۰۹) بر روی ژنوتیپ­های مختلف بادام صورت گرفت مشاهده کردند که افزایش تنش خشکی تفاوت معنی­داری در میزان فسفر ریشه نشان نداد.

۲-۴- شناسایی ژن­های مرتبط به خشکی با بهره گرفتن از روش cDNA-AFLP

تعدادی از ژن­های ناشی از خشکسالی برای اولین بار در کاج (Pinus taeda .L) شناسایی شدند که از طریق تجزیه و تحلیل مقایسه­ ای با بهره گرفتن از cDNA-AFLP به­دست آمد و نتایج آن­ها نشان داد که اظها­رهای متفاوتی را در شرایط کمبود آب داشتند (چانگ^[۱۳۶] و همکاران، ۱۹۹۶). چانگ و همکاران قادر بودند یک درک و بینش کلی نسبت به رشته­ها و الگو­های بیان شده ناشی از تنش خشکی را ارائه دهند. هم­چنین برای شناسایی تعداد بیشتری از ژن­های پاسخ­گو به تنش خشکی بدون اساس و پایه علمی پیشین با بهره گرفتن از CDNA-AFLP در کاج بیابانی توسط دپس^[۱۳۷] و همکاران، (۲۰۰۳) مطالعاتی صورت گرفت که در طی این مطالعه ۴۸ ژن پاسخگو به خشکسالی شناسایی شدند و از این ۴۸ ژن بسیاری از پروتئین­های شناخته شده عملکرد آن­ها با فتوسنتز، متابولیسم کربوهیدرات­ها و سنتز دیواره سلولی گیاهی و دفاع مطابقت داشت. آزمایشات مشابهی با بهره گرفتن از روش cDNA-AFLP جهت شناسایی ژن­های پاسخگو به خشکسالی در برگ­های جوان ارقام مختلف بادام (Prunus amygdalus) صورت گرفت و متوجه شدند که ژن­های اظهار شده تحت تنش خشکسالی متفاوت بودند (کام­پلانس^[۱۳۸] و همکاران، ۲۰۰۱). لورنز و همکاران (۲۰۰۶)، با مطالعه­ ای که بر روی P. taeda L. تحت تنش خشکی انجام دادند توانستند ژن­های پاسخگو به خشکسالی را شناسایی کنند. در این بررسی cDNA-AFLP برای بررسی بیان ژن در P. taeda L. در تنش خشکی نشان داد که تغیراتی که در الگو­های بیان ژن در واکنش به خشکی صورت می­گیرد فقط بصورت کیفی است و کمی نیست (لورنز^[۱۳۹] و همکاران، ۲۰۰۶).

ژانگ^[۱۴۰] (۱۹۸۹) در مطالعه­ ای که بر روی گونه­ هندوانه ابوجهل Citrullus colocynthis انجام داد، متوجه شد که به دلیل دارا بودن سیستم ریشه­ای عمیق، گونه ­ای مقاوم در برابر خشکسالی است و گیاه را تحت تنش خشکی با بهره گرفتن از پلی­اتیلن گلیکول قرار دادند و در نهایت از cDNA-AFLP ریشه برای مطالعه­ بیان ژن­ها استفاده شد. نتایج نشان داد که هجده ژن وجود دارد که با مسیر­های متابولیکی هورمون­هایی مانند آبسزیک اسید، اسید سالسیلیک و اسید جاسمونیک در ارتباط بودند. هم­چنین مطالعه­ ای که روی Ammopiptanthus mongolicus در پاسخ به خشکی انجام شد، بیان ژن این گونه تحت تنش خشکسالی، سرما و ترکیبی از خشکسالی و تنش سرمایی در مدت زمان­های ۰، ۶، ۱۲، ۲۴ و ۴۸ ساعت پس از اعمال تنش­های فوق با بهره گرفتن از cDNA-AFLP مطالعه شد. در نهایت با بهره گرفتن از ۶۴ ترکیب پرایمری مختلف در کل ۴۰۹۳ قطعه cDNA جدا شد که ۳۹۵ باند خاص در میان ۴۰۹۳ باند مشاهده شد. ۳۹ قطعه بیان شده از نمونه­هایی بودند که تحت تنش خشکی قرار گرفتند و ۷۰ تا از قطعه­های بیان شده قابل تشخیص از نمونه­هایی بود که در سرما قرار گرفته بودند (وانگ^[۱۴۱] و همکاران، ۲۰۱۱).

کاربرد فنcDNA-AFLP بر روی گونه­ Festuca sp. نیز با کمک آنزیم­ های NSPI و Taq برای تشخیص ژن­های اظهار شده مورد استفاده قرار گرفت. تحت تنش خشکی در کل ۴۶۴ قطعه­ی مختلف در Festuca تولید شد (وانگ، ۲۰۰۵). برای تعیین بیان ژن و پاسخ­های فیزیولوژیکی و روابط درونی در صنوبر سیاه و سفید نیز نسبت به میزان دی­اکسیدکربن بالا، خشکسالی و ترکیبی از هر دو نیز مطالعه­ ای صورت گرفت که از هزاران رونوشت بیان شده در پاسخ به این تنش­ها بیش از ۱۶۰۰ ژن از چند مسیر وجود داشت (بیش از ۱۰ برابر) که بیان متفاوت بین شرایط کنترل و تحت تنش را داشتند. این نتایج به میزان زیادی باعث درک آن­ها در مورد پاسخ­های درختان به تغییرات آب و هوایی جهانی و در نهایت اثرات آن بر روی درختان گردید (راجورا و همکاران، ۲۰۱۱). در تحقیقی دیگر نیز که روی زمین­های برنج در دشت­های بالا و پایین با بهره گرفتن از cDNA-AFLP صورت گرفت، برنج­هایی که در دشت­های بالا بودند مقاومت بیشتری نسبت به تنش خشکی نشان دادند. نتایج نشان داد که بیش از ۹۰% از ژن­های بیان شده تحت تنش خشکی در دو ژنوتیپ برنج تحت تاثیر قرار نگرفتند و بیش از ۸% تنش در هر دو بیان و کمتر از ۱% بصورت ویژه در در دشت­های بالا یا پایین بیان شد. ۵۷ ژن بصورت خالص در دشت­های بالا و ۳۸ ژن در دشت­های پایین اظهار شد (گائو^[۱۴۲] و همکاران، ۲۰۰۹). طاهری (۱۳۸۴) مطالعه­ ای را بر روی گونه­ گندم، جهت بررسی الگوی بیان ژن با روش cDNA-AFLP تحت تنش خشکی انجام داد، در نهایت اختلاف زیادی در الگوی بیان ژن­ها بین تیمار­های مختلف خشکی در مقایسه با شرایط نرمال در بافت برگ مشاهده ننمود، ولی در بافت ریشه بخصوص بین تیمار­های مختلف خشکی، این اختلافات محسوس­تر بود. بنابراین بافت ریشه جهت بررسی الگو­های بیان ژن بین شرایط نرمال رطوبتی و تحت تنش مناسب­ترتشخیص داده شد.

در مطالعه­ ای که توسط گاپتو و همکاران (۲۰۱۲) صورت گرفت روش cDNA-AFLP برای شناسایی بیان ژن در پاسخ به خشکسالی در چای مورد استفاده قرار گرفت، در این مطالعه، خشکسالی به صورت مصنوعی القا شد که در نهایت قطعات به­دست آمده از ۱۰۸ رونوشت^[۱۴۳] که به صورت متفاوت در ژنوتیپ های مقاوم به خشکی بیان می­شدند، شناسایی شدند و از این بین ۸۹ مورد توالی یابی شدند. ۵۹ مورد از آنها همولوگ^[۱۴۴] (شبه) بودند. بررسی عملکرد این ژن­ها حاکی از ارتباط این ژن­ها با متابولیسم کربوهیدراتها، پاسخ به استرس، فرایند تغییر پروتئین­ها و ترجمه بود.

ویس و همکاران (۱۹۹۵) برای شناسایی ارقام مقاوم نیشکر در پاسخ به قارچ Ustilago مطالعاتی را انجام دادند که هدف از این مطالعه به­دست آوردن یک درک و بینش کلی نسبت به مکانیسم­های مقاومت با امکان جدا سازی قطعه­ای خاص از ژن با بهره گرفتن از نشانگر RFLPدر نقشه برداری بود. آن­ها از روش cDNA-AFLP برای شناسایی ژن­های مختلف در نیشکر استفاده کردند، در نهایت گونه­ های حساس و مقاوم شناسایی و توالی­های همسان از قطعات ژنتیکی جدا شده شناسایی شدند.

کوئلهو^[۱۴۵] و همکاران (۲۰۰۷) در طی مطالعه­ ای که روی مقاومت به بیماری قارچی phytopthera با cDNA-AFLP انجام دادند یک باند مرتبط با ژن­های مقاومت به بیماری در پایه­ های درختی گونه­ Quercus suber که آلوده به قارچ Phytophthora بود، شناسایی نمودند. هم­چنین نتایج تجزیهcDNA-AFLP ژن­های اظهارشده از گیاه گوجه فرنگی که شامل ژن­های مقاومت در برابر Cladosporium fulvum همراه با ژن Avr4 avirulence از یک قارچ گیاهی بود، در مقایسه با گیاهانی که در شرایط کنترل بودند، نشان داد که اظهارهای متفاوتی در الگوهای باندی وجود دارد (گابرلیس^[۱۴۶] و همکاران، ۲۰۰۶).

یک تاریخچه از تجزیه و تحلیل­های مولکولی نشان می­دهد که داشتن یک درک کلی از تاثیر خشکسالی بر ژنوم گیاهی می ­تواند یک تصویر کلی­تر از محل ژن­ها و پروتئین­های پاسخگو به خشکسالی به ما بد­هد. توجه کردن به چگونگی و درک این موضوع می ­تواند در حفظ سلامت جنگل و بهبود مزارع و بهره­وری از جنگل تاثیربگذارد (آلن^[۱۴۷] و همکاران، ۲۰۱۱). آنالیز ژنوم گسترده­ای از پاسخ درختان جنگلی نسبت به تنش خشکی می ­تواند به وسیله ابزارهای جدید و قوی­تری برای حفاظت از تنوع و اهداف انتخابی برای پرورش و یا اصلاح ژنوتیپ درختان جنگلی بهترین سناریوها از خشکسالی را در آینده نشان دهد.

فصل سوم:

روش تحقیق

۳-۱- نحوه جمع­آوری و کاشت بذر گونه­ های مورد مطالعه

با توجه به اینکه در منطقه رویشی زاگرس شمالی هر سه گونه بلوط پراکنش دارند، بنابراین با انجام جنگل گردشی در رویشگاه­های بلوط در شهرستان بانه، بذور سه گونه­ بلوط که شامل بلوط ایرانی Quercus brantii ،دارمازو Quercus infectoria و وی­ول Quercus libani بود درآبان ماه ۱۳۹۰جمع­آوری شدند و سپس بذور هر پایه درخت مادری در داخل گلدان پلاستیکی در فضای آزاد کاشته شدند (هرگلدان حاوی ۲-۱ بذر). گونه Q. infectoria به علت کم بودن تعداد تکرار در این بررسی لحاظ نگردید و تنها دو گونه دیگر مورد بررسی قرار گرفتند. پس از سبز شدن نهال­ها تا آبان سال بعد یعنی تا زمان تنش کمبود آب نهال­ها به طور کامل آبیاری شدند. در شهریور ماه، نهال­هایی با ارتفاع و شادابی یکسان از هر گونه برای اعمال تنش کمبود آب انتخاب شدند و به فضای گلخانه منتقل گردیدند.

۳–۲- روش اعمال تنش کمبود آب و برداشت نهال­ها:

قبل از اعمال تنش، ابتدا نهال­های سالم از هر گونه به ۴ دسته تیمار کنترل و تنش کمبود آب تقسیم شدند و برای هر تنش حداقل ۵ تکرار درنظرگرفته شد و برای تنش کمبود آب آبیاری نشدند تا به ظرفیت مزرعه­ای مورد نظر (۷۰٪، ۵۰٪ و ۳۰٪) رسیدند، ولی نها­ل­های کنترل هر روز آبیاری گردیدند تا محتوی آب خاک گلدان­ها در حدود ۱۰۰٪ ظرفیت مزرعه­ای نگه داشته شود. در این آزمایش پس از ۷ روز، ۱۰ روز و ۱۵ روز از قطع آبیاری، خاک گلدان­ها بتدریج به ۷۰٪، ۵۰٪ و ۳۰٪ ظرفیت مزرعه­ای رسیدند بدین منظور هر روز وزن گلدان­ها اندازه ­گیری شدند. برای محاسبه­ی ظرفیت مزرعه­ای خاک که به­عنوان بستر کاشت نهال­ها در نظر گرفته شده بود، ابتدا یک گلدان حاوی خاک با آب اشباع شد و سپس قسمت فوقانی آن جهت کاهش تبخیر سطحی با یک پلاستیک پوشانده و در محل سایه قرار داده شد. پس از ۲ روز پلاستیک برداشته و مقداری خاک از قسمت ۵-۶ سانتی­متری خاک گرفته و وزن شد. سپس این خاک در آون با دمای ۸۵ درجه سانتی ­گراد به مدت ۲۴ ساعت قرار گرفت و وزن خشک آن نیز اندازه ­گیری شد. مقدار درصد ظرفیت مزرعه­ای نیز بر اساس معادله ۳-۱ محاسبه شد.

معادله۳-۱

پس از محاسبه ظرفیت مزرعه­ای میزان آب گلدان­ها بر اساس معادله ۳-۲ محاسبه و سپس وزن تر و خشک خاک هر گلدان بر اساس معادلات ۳-۳ و ۳-۴ محاسبه و در نهایت از طریق مجموع وزن تر و خشک به­دست آمده وزن هر گلدان در تنش مورد نظر به­دست آمد. ظرفیت مزرعه­ای محاسبه شده برای تمام گلدان­ها ۳۰% بود.

معادله ۳-۲ =آب گلدان

معادله۳-۳ تنش(%) × آب گلدان = وزن تر

معادله ۳-۴ آب گلدان- وزن اشباع گلدان = وزن خشک

۳-۳- اندازه ­گیری پارامتر­های مرفولوژیکی و رویشی

تعداد کل برگ، تعداد برگ سبز در موقع برداشت نهال­ها شمارش و یادداشت شد. سپس نسبت تعداد برگ سبز به تعداد کل برگ محاسبه شد.

برای تعیین وزن تر .F.W^[148] اندام­های مختلف گیاه (برگ، ساقه و ریشه) نهال­های دو گونه در هر تنش با بهره گرفتن از ترازوی دیجیتالی حساس یک هزارم گرم اندازه ­گیری شدند.

برای تعیین وزن خشک .D.W^[149] اندام­های مختلف هر گونه شامل برگ، ساقه، ریشه ابتدا از هم جدا شده، سپس نمونه­ها به مدت ۲۴ ساعت در دمای ۱۰۰ درجه سانتیگراد در دستگاه آون قرار گرفتند و سپس با بهره گرفتن از ترازوی دیجیتالی حساس یک هزارم گرم اندازه ­گیری شدند.

ارتفاع نهال از محل یقه تا جوانه انتهایی و ارتفاع کل ریشه با بهره گرفتن از خط­کش اندازه ­گیری شدند.

در نهایت نسبت اندام هوایی به زمینی خشک و تر (وزن اندام هوایی ساقه و برگ⁄ اندام زمینی ریشه) و نیز بیوماس تر و خشک (مجموع وزن برگ، ریشه و ساقه) محاسبه شدند.

۳-۴- اندازه ­گیری پارمتر­های فیزیولوژیک

۳-۴-۱- اندازه ­گیری محتوای نسبی آب(RWC)^[150]

جهت تعیین محتوای نسبی آب اندام­ها، نمونه­ برگ از میان برگ­های بالغ، نمونه ساقه از قسمت تحتانی ساقه و نمونه ریشه از میان ریشه ­های نازک انتخاب گردیدند. وزن ریشه، ساقه و برگ هر نهال بطور جداگانه اندازه ­گیری شد و به­عنوان وزن تر (FW) در نظر گرفته شد. سپس نمونه­ها به مدت ۲۴ ساعت در قوطی­های حاوی آب مقطر و در دمای اتاق قرار داده شدند تا به حالت اشباع خود برسند و پس از خشک کردن آب موجود روی آن­ها دوباره وزن شدند تا وزن اشباع (TW) به­دست آمد. در نهایت نمونه­های اشباع شده به مدت ۴۸ ساعت در آون با دمای ۸۰ درجه سانتی گراد قرار گرفتند و وزن خشک آن­ها (DW) اندازه ­گیری شد و میزان RWC اندام­ها بر اساس معادله ۳-۵ به­دست آمد (شریعت و عصاره، ۱۳۸۷؛ شونفلد و همکاران، ۱۹۸۸؛ سالوادور، ۲۰۰۴).

معادله ۳- ۵ RWC=((FW-DW)/(TW-DW))×۱۰۰

۳-۴-۲- اندازه ­گیری عملکرد فتوسیستم ∏

جدید­ترین برگ­های کاملا توسعه یافته و فوقانی از نهال­های منتخب برای برداشت در هر مرحله توسط دستگاه فلورمتر قابل حمل القا کننده پالس (OSI-FL,Optic-Sciences، ایالات متحده آمریکا) در فضای باز یک بار در شب قبل از برداشت به­عنوان تعیین عملکرد فتوسیستم ∏ در تاریکی و بار دیگر در صبح روز بعد، برداشت به­عنوان عملکرد فتوسیستم ∏ در روشنایی خوانده شدند. به این­صورت که ابتدا به گیاه مستقر در فضای باز در هر دو حالت تاریکی و روشنایی، نور فعال فتوسنتزی (AL) تابانده شد و بلافاصله برگ در معرض اولین پالس اشباع قرار گرفت و پارامتر­های فلوروسنس کلروفیل آن ثبت شد. اعداد قرائت شده شامل فلورسنس ضمیمه (F₀)، بیشترین فلوروسنس (F_m) و Fv/Fm بودند.

۳-۴-۳- اندازه ­گیری نرخ نشت الکترولیت

میزان نشت الکترولیت­ها از بافت­های مختلف به عنوان شاخصی برای آسیب غشای سیتوپلاسمی با بهره گرفتن از یک دستگاه هدایت سنج (EC متر) اندازه ­گیری شد. برای این منظور نمونه­هایی با وزن تقریبی ۵/۰ گرم از ریشه، ساقه و برگ با بهره گرفتن از تیغ تیز جدا شد و پس از آبکشی توسط آب مقطر در ۲۰ میلی لیتر آب مقطر در ظروف فالکون در بسته غوطه­ور گردید. پس از ۲۴ ساعت نگهداری در دمای ۴ درجه­ سانتی گراد هدایت الکتریکی ثبت شد (_۲۴EC) و سپس نمونه­ها در حمام آب گرم به مدت ۱ ساعت جوشانده شدند. پس از رسیدن دمای نمونه­ها به دمای اتاق، هدایت الکترولیت­ها مجددا اندازه ­گیری گردید و ماکزیمم هدایت الکتریکی (EC _Max) از این طریق ثبت گردید، سپس نسبت هدایت الکتریکی ۲۴ به ماکزیمم بر حسب درصد به عنوان شاخص آسیب غشایی محاسبه گردید (فیاض^[۱۵۱]، ۲۰۰۸).

۳-۴-۴- اندازه ­گیری تبادلات گازی برگ

به منظور اندازه ­گیری تبادلات گازی گیاه از دستگاه ADC (Bioscientific، انگلستان) استفاده شد. تمامی اندازه ­گیری­ها در ساعت ۱۰ تا ۱۲ صبح با میزان نور متفاوت صورت گرفت. در زمان اول با میزان تشعشعات فعال فتوسنتزی (PAR) 1000 میکرومول فوتون بر متر مربع در ثانیه و در زمان دوم با ۵۰۰ میکرو­مول فوتون بر متر مربع در ثانیه صورت گرفت. بدین منظور برگ­های کاملا توسعه­یافته بالایی از هر نهال­ یکساله مورد نظر در درون محفظه دستگاه قرارگرفت. به منظور تصحیح سطح برگ، از برگ­های قرار داده شده در اتاقک برگ با بهره گرفتن از سطح مشبک سطح آن­ها تعیین گردید. اندازه ­گیری در ۲ روز با فاصله زمانی ۵ روزه انجام گرفت. سپس پارامتر­های متعددی مستقیماً از دستگاه جمع­آوری و یا به صورت غیرمستقیم و از طریق روابط تجربی زیر شامل نرخ فتوسنتز خالص (A) (میکرومول دی­اکسیدکربن بر متر مربع در ثانیه)، هدایت روزنه­ای(gs) (میلی­مول آب بر مترمربع در ثانیه)، تعرق(E) (میلی مول آب بر متر مربع در ثانیه) ، تراکم دی‌اکسیدکربن محیطی (c_ref)، تراکم دی‌اکسیدکربن زیر روزنه­ای (c_i) (میکرو مول/ مول)، نسبت دی‌اکسید کربن درون سلولی به محیطی (c_i/c_ref)، هدایت مزوفیلی (مول در مترمربع در ثانیه) بر اساس معادله ۳-۶، کارایی مزوفیلی (میکرو مول در متر مربع در ثانیه / مول در میلی مول آب) براساس معادله ۳-۷، کارایی مصرف آب (WUE) (میکرو­مول دی اکسید کربن بر مول آب) بر اساس معادله ۳-۸ (احمدی و سی وسه مرده^[۱۵۲]، ۲۰۰۵) و کارایی مصرف آب برگ (WUEL) (میکرومول دی­اکسیدکربن در سانتی­متر مربع / متر مربع در ثانیه) بر اساس رابطه ۳-۹ تعیین گردید.

معادله۳- ۶

معادله۳-۷

معادله۳-۸

معادله۳-۹

۳-۴-۵- اندازه ­گیری سدیم و پتاسیم و فسفر قابل جذب توسط گیاه

الف- سدیم و پتاسیم

1. عصاره­گیری

نمونه­های برگ، ریشه و ساقه در آون با دمای ۴۰۰ درجه سانتی ­گراد به مدت ۲۴ ساعت خشک شدند پس از آن از هر اندام به اندازه ۱/۰ گرم وزن شدند (نمونه­هایی با وزن کمتر از ۱/۰ گرم یادداشت شدند) و در بوته­ های چینی در کوره با دمای ۵۰۰ درجه سانتی ­گراد به مدت ۴ ساعت قرار داده شدند. بعد از گذشت مدت زمان لازم نمونه­های پودر شده با ۱ میلی لیتر اسیدکلریدریک ۱ نرمال و ۹ میلی­لیتر آب دو بار تقطیر به حجم ۱۰ سی­سی رسانده شده سپس با بهره گرفتن از کاغذ صافی عصاره مورد نظر صاف شد.

1. اندازه ­گیری

اندازه ­گیری سدیم و پتاسیم قابل جذب هر یک از اندام­های برگ، ریشه و ساقه توسط دستگاه فلم­فتومتری انجام گرفت، قبل از قرائت مقادیر نمونه­ها مقادیر سدیم و پتاسیم استانداردها توسط دستگاه فلم­فتو­متری قرائت شد که با داشتن اعداد به­دست آمده یک منحنی استاندارد (مرجع) رسم شد و سپس سدیم و پتاسیم نمونه­ها قرائت شد که با تطبیق دادن با منحنی استاندارد غلظت سدیم و پتاسیم هر یک از اندام­های برگ، ریشه و ساقه بر حسب ppm به­دست آمد در نهایت مقدار سدیم و پتاسیم از طریق رابطه زیر بر حسب میلی­گرم بر گرم به­دست آمد:

معادله ۳-۱۱ X=C×۱۰/M×۱۰۰۰

X= مقدار سدیم و پتاسیم قابل جذب توسط گیاه بر حسب میلی­گرم بر گرم

C= مقدار سدیم و پتاسیم قابل جذب توسط گیاه به میلی­گرم بر لیتر (ppm)

۱۰= حجم هر نمونه (عصاره)

M= وزن هر نمونه

ب- فسفر

۱- عصاره­گیری

با همان روش عصاره­گیری سدیم و پتاسیم صورت گرفت.

۲-تهیه استوک فسفر (یک مولار)

میزان ۲۱۹۵/۰ KH₂PO₄ وزن گردید و با آب مقطر به حجم یک لیتر رسانده شد و سپس برای تهیه استاندارد استوک به نسبت ۱:۵۰ رقیق گردید.

۳-تهیه معرف A

۵/۲۲گرم آمونیوم مولیبدات وزن گردید و ۴۰۰ میلی­لیتر آب دو بار تقطیر به آن اضافه شد.

۴-تهیه معرف B

معرف B در همان روزی که استفاده می­ شود باید تهیه شود و تهیه آن به این صورت است که ۲۵/۱ گرم آمونیوم وانادیات وزن شد و سپس ۳۰۰ میلی­لیتر آب دوبار تقطیر اضافه شد و گرم می­ شود تا به خوبی حل گردد.

۵-تهیه معرف اصلی

معرف A با معرف B مخلوط و به حجم یک لیتر رسانده می­ شود تا به دمای اتاق برسد. سپس ۲۵۰ میلی­لیتر اسید نیتریک یک نرمال به محلول اضافه می­کنیم.

۶-روش اندازه ­گیری فسفر

یک میلی­لیتر از نمونه در استوانه مدرج ریخته می­ شود و ۵ میلی لیتر از معرف اصلی فسفر به آن اضافه گردید و سپس با آب دو بار تقطیر به حجم ۱۰ رسانده شد و عصاره تهیه شده کمی به هم زده شد تا نهایتا بعد از نیم ساعت به رنگ زرد در آید. برای اندازه ­گیری میزان فسفر هر یک از اندام­ها باید قبل از شروع استاندارد­های ۰ ،۵ ،۱۰، ۱۵، ۲۰، ۲۵ را با دستگاه اسپکتوفتومتر با طول موج۴۷۰ (نانو­متر) در حالت انتقال (Trans) قرائت گردید که با داشتن اعداد به­دست آمده یک منحنی استاندارد (مرجع) رسم شد و سپس عدد عصاره نمونه­ها قرائت شد و با تطبیق دادن با منحنی استاندارد غلظت فسفر بر اساسppm مشخص شد. سپس با بهره گرفتن از معادله ۳-۱۱ به میلی­گرم در گرم تبدیل شد.

۳-۵- مطالعات مولکولی

۳-۵-۱- استخراج (RNA)

جهت استخراج RNA باید از قبل تمام وسایل مورد نیاز جهت انجام عمل استخراج اتو­کلاو شده باشند و تا جایی که امکان دارد از برخورد مستقیم دست با وسایل خودداری شود و در حین کار از دستکش استفاده شود. نمونه­های برگ و ریشه در روز برداشت از نمونه­ها جمع­آوری شدند و در دمای c°۴۰- نگهداری شدند. برای استخراج RNA در دو روز پی­در پی عمل استخراج انجام شد.

۳-۶-۱روز اول

۱۰۰ تا ۲۰۰ میلی­گرم از نمونه­ها را همراه با ازت مایع در هاون چینی کوبیده و در میکروتیوپ­های ۵/۱ میلی­لیتری ریخته شدند (میکروتیوپ­ها باید درون ازت مایع قرار بگیرند). بعد از مرحله کوبیدن نمونه­ها ۱ میلی­لیتر از بافر استخراج به نمونه­های کوبیده شده اضافه گردید و درون بن ماری با دمای ۶۵ به مدت ۵ دقیقه قرار داده شد و هر ۲ دقیقه یکبار نمونه­ها از بن­ماری بیرون آورده و ورتکس شدند. پس از آن ۲۰ میکرولیتر مرکاپتواتانول به نمونه­ها اضافه و به مدت ۱۵ ثانیه ورتکس شدند. سپس مجددا نمونه­ها به مدت ۱۰ دقیقه در بن­­ماری با دمای ۶۵ درجه قرار گرفتند و هر ۳ دقیقه یکبار با دست ورتکس شدند. پس از اینکه نمونه­ها از بن­ماری بیرون آورده شدند به اندازه ۱ واحد از حجم نمونه­ها کلروفورم ایزوآمیل­الکل به نمونه­ها اضافه شدند (کلروفورم ایزوآمیل­الکل به نسبت ۱:۲۴ تهیه شد). سپس نمونه­ها توسط سانتریفیوژ با ۹۵۰۰ دور در دقیقه در دمای اتاق (۲۵ درجه سانتی ­گراد) به مدت ۱۰ دقیقه مخلوط شدند و در نهایت مایع رویی به میکروتیوپ جدید منتقل شد. مجدداً ۱ واحد کلروفورم­ ایزوآمیل ­الکل اضافه شد و توسط ورتکس مخلوط شدند. بعد از این مرحله نمونه­ها درون سانتریفیوژ با ۹۵۰۰ دور در دقیقه و دمای اتاق به مدت ۱۰ دقیقه قرار گرفتند. مجددا مایع رویی به تیوپ جدید منتقل شد و پس از آن به اندازه یک چهارم حجم مایع رویی لیتم کلراید سرد (۱۰مولار) (از قبل در دمای ۴- درجه قرار داده شدند) اضافه کرده و نهایتا ورتکس شدند و در دمای ۴- درجه سانتی ­گراد به مدت ۱ شب قرار گرفتند.

۳-۶-۲ روز دوم

نمونه­های آماده شده از روز قبل را که درون یخچال بودند، درون سانتریفیوژ با ۹۰۰۰ دور در دقیقه در دمای ۴ درجه سانتی ­گراد به مدت ۲۰ دقیقه قرارگرفتند. در این مرحله لکهRNA ته میکروتیوب می­چسبد و مایع رویی دور ریخته می­ شود و میکروتیوپ­ها را به صورت وارونه قرار می­دهیم تا پلتی که ته میکروتیوپ هست، کاملا خشک شود. پس از آن ۵۰۰ میکرو لیتر بافر STE (بدون SDD) به پلت اضافه شد و در بن­ماری با دمای ۶۵ درجه سانتی ­گراد قرار می­دهیم و هر چند دقیقه یکبار با دست تکان داده شد تا پلت در محلول بافر خوب حل شود. در مرحله­ بعد ۴۵۰ میکرو­لیتر کلروفورم ایزوآمیل الکل به میکروتیوپ حاوی پلت و بافر STE اضافه و نهایتا ورتکس شدند. سپس نمونه­ها در سانتریفیوژ با ۹۵۰۰ دور در دقیقه در دمای ۴ درجه سانتی ­گراد به مدت ۱۵ دقیقه قرار می­دهیم. بعد از آن مایع رویی را به میکروتیوپ جدید منتقل شد (تیوپ­ها در ظرف یخ قرار گیرند). پس از آن که مایع رویی به میکروتیوپ جدید منتقل شد، ۱۵۰ میکرولیتر بافر STE مجددا به مایع درون میکروتیوپ اضافه و ورتکس شد. مجدداً در سانتریفیوژ با ۹۵۰۰ دور در دقیقه و دمای ۴ درجه سانتی ­گراد به مدت ۱۵ دقیقه قرار داده شد، سپس مایع رویی وارد میکروتیوپ جدید شد. پس از آن ۶۰۰ میکرو­لیتر استات سدیم ۳ مولار به محتوای تیوپ اضافه کرده و ۵/۲ برابر حجم آن اتانول ۱۰۰% (از قبل در دمای ۲۰- درجه گذاشته شود) اضافه شد و نهایتا ورتکس شد و به مدت ۲ ساعت در یخچال ۲۰- درجه قرارگرفتند. بعد از آنکه نمونه­ها از یخچال بیرون آورده شدند و در سانتریفیوژ با ۹۵۰۰ دور در دقیقه در دمای ۴ درجه سانتی ­گراد به مدت ۲۰ دقیقه قرار گرفتند. پس از آن مایع رویی دور ریخته شد و میکروتیوپ به حالت وارونه قرار گرفتند تا پلتی که ته میکروتیوپ چسبیده بود کاملا خشک شود. در مرحله­ بعد ۴۰۰ میکرولیتر اتانول ۷۰% (از قبل در دمای ۲۰- درجه­سانتی گراد گذاشته شود) اضافه می­کنیم و ورتکس می­ شود. در نهایت نمونه­ها در سانتریفیوژ با ۹۵۰۰ دور در دقیقه در دمای ۴ درجه سانتی ­گراد به مدت ۱۰ دقیقه قرار گرفتند، بعد از آن مایع رویی دور ریخته شد و پلت خشک شد، سپس ۳۰ میکرولیتر آب دبس به هر نمونه اضافه شد.

۳-۵-۲-تهیه ژل آگارز (یک درصد)

۵/۱ گرم آگارز توزین و با ۷۲ میلی­لیتر آب دوبار تقطیر مخلوط و در ماکروویو به مدت یک دقیقه قرار داده شد تا حل گردد. بعد از حل شدن ژل، به مدت چند ثانیه ظرف حاوی ژل را زیر هود قرار گرفت تا سرد شود (دما به ۵۵ درجه سانتی ­گراد برسد). پس از آن ۱۰ میلی­لیتر بافر موپس ] X10[ به آرامی به ژل اضافه کرده و بعد از آن ۱۸ میلی­لیتر فرمالدهید اضافه کرده و در نهایت ۵ میکرولیتر اتیدیوم بروماید اضافه و با آب دبس به حجم ۱۰۰میلی­لیتررسانده شد.

۳-۵-۳- تهیه loding day

Loding day طی ۳ مرحله تهیه می­ شود.

مرحله اول – تهیه بافر نمونه (Sample buffer) : ۲ میکرو­لیتر بافر موپس ] X10 [با ۴ میکرو­لیتر فرمالدهید و ۱۰ میکرو­لیتر فرمامید و ۱ میکرولیتر اتیدیوم­ بروماید (۲۰۰میکرو­گرم) مخلوط می­کنیم (مقادیر بالا جهت تهیه یک نمونه است). این محلول در دمای ۲۰- درجه نگهداری می­ شود و به مدت ۶ ماه قابل استفاده می­باشد.

مرحله دوم - تهیه بافر بارگذاری ((Loding buffer: 4/0% بروموفنول­بلو با ۱ میلی­گرم در میلی­لیتر اتیدیوم بروماید و ۱ میلی مولار EDTA و ۲ میلی­لیتر گلیسرول مخلوط در نهایت با آب دبس به حجم ۴ میلی­لیتر رسانده شد.

مرحله سوم - تهیه رنگ بارگذاری (Loding day): 4 میکرولیتر از RNA­ی نمونه با ۸ میکرولیتر از Sample buffer مخلوط و در بن­ماری با دمای ۷۰ درجه سانتی ­گراد به مدت ۱۰ دقیقه قرار گرفتند. بعد از آن ۲ میکرولیتر RNA Loding buffer اضافه شد، سپس نمونه­ها درون ژل آگارز در چاهک­های مورد نظر Run شدند و به مدت ۴۵ دقیقه در دستگاه الکتروفورز با ولتاژ قرار گرفتند و بعد از آن توسط دستگاه ژل داک از ژل مورد نظر تصویر­برداری شد.

۳-۵-۴- تهیه MOPS [X ۱] (محلول تانک)

موپس [X ۱۰] و آب دو بار تقطیر با نسبت ۹:۱ با هم مخلوط شد.

۳-۶-تجزیه و تحلیل داده ­ها:

برای انجام تجزیه و تحلیل آماری نیز از نرم افزار آماری ۱۹SPSS استفاده شد. ابتدا توزیع نرمال داده‌ها به وسیله آزمون کولموگروف ـ اسمیرنوف بررسی گردید و در صورت عدم نرمال بودن، داده ­ها با بهره گرفتن از تبدیل داده‌ها، نرمال گردیدند. داده‌های حاصل به صورت آزمایش فاکتوریل ۴×۲ (دوسطح گونه، چهارسطح تیمار۱۰۰% (کنترل)، و تنش۷۰%، ۵۰% و ۳۰% ظرفیت مزرعه­ای) در قالب طرح کاملاً تصادفی با بررسی اثرات ساده و متقابل مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند. سپس مقایسات چندگانه میانگین‌ها با آزمون دانکن و مقایسات دوگانه با آزمون تی استیودنت با حدود اطمینان ۹۵ درصد انجام شد. اما برای انجام تجزیه و تحلیل داده ­های مربوط به فتوسنتز به منظور بررسی تأثیر گونه و زمان نهال­های دو گونه بلوط مورد نظر از رویه مدل­های خطی عمومی (GLM) و آنالیز واریانس (ANOVA) داده ­ها با بهره گرفتن از روش repeated measurements استفاده گردید. به­ نحوی­که اثرات ساده و متقابل به صورت درون گروهی و گونه و تنش نیز به صورت بین گروهی مورد تجزیه و تحلیل قرار گرفتند (چامبرز و همکاران^[۱۵۳]، ۲۰۰۲). مقایسات چندگانه میانگین‌ها نیز با بهره گرفتن از آزمون دانکن و دوگانه با بهره گرفتن از آزمون t-test غیر جفتی با سطح اطمینان ۹۵ درصد انجام شد.

۳-۶-۱- اندازه ­گیری شاخص تحمل (STI)^[154]

شاخص تحمل به خشکی با بهره گرفتن از هر صفت مورد نظر برای گونه در شرایط بدون تنش Yp و تحت تنش Ys، از طریق معادله زیر محاسبه شد (فرناندز، ۱۹۸۰).

معادله۳-۱۲ STI=

فصل چهارم:

نتایج و بحث

۴-۱- نتایج پارامتر­های رویشی

نتایج تجزیه واریانس نشان داد که از میان پارامتر­های رویشی مورد اندازه ­گیری تنها تعداد کل برگ به طور معنی­داری تحت تاثیر فاکتور گونه بود (جدول۴-۱). با توجه به جدول مقایسه میانگین، تعداد کل برگ گونه وی­ول نسبت به برودار تفاوت معنی­داری را نشان داد و مقدار آن در گونه وی­ول بیشتر بود (جدول۴-۲). هم­چنین نتایج تجزیه واریانس نشان داد که تمام صفات رویشی به­جز وزن تر و خشک ریشه، طول ریشه، طول ساقه و نسبت اندام هوایی به زمینی تر و خشک در تنش­های مختلف معنی­دار بودند. نتایج مقایسه میانگین (جدول۴-۳) نشان داد که وزن تر ساقه، در تنش شدید با تنش­های دیگر تفاوت معنی­داری داشته و کاهش معنی­دار را نشان داد. اما وزن تر برگ، تعداد کل برگ و تعداد برگ سبز، هم­چنین تعداد برگ سبز به کل برگ و وزن خشک ساقه و برگ از تنش متوسط کاهش معنی­دار را نشان دادند. بیوماس تر و خشک در تنش شدید نیز تنها با کنترل تفاوت معنی­داری را نشان داد.

جدول ۴-۱- نتایج تجزیه واریانس (میانگین مربعات) صفات رویشی و مورفولوژیک مورد بررسی
منابع تغییر		وزن تر(gr)		تعداد برگ سبز/ تعداد کل برگ	تعداد کل برگ	تعداد برگ سبز	طول ریشه(cm)	طول ساقه(cm)
	ریشه	ساقه	برگ
گونه	ns ۵/۰	ns ۴/۲۰	ns ۱/۱	ns ۷/۰	*۸/۵۴	ns ۴/۵	ns ۸/۵۸۷	ns9/1
تیمارآبی	ns1/2	*۹/۴۹	*۹/۲	**۱/۳۱	**۵/۲	**۱/۲۹	ns ۵/۱۳۶	ns ۵/۱۰
گونه* تیمارآبی	ns ۲/۰	ns ۵/۱۰	ns ۲/۰	ns ۱۹/۰	ns ۲/۷	ns ۵/۱۰	ns ۳/۳۷	ns8/1
خطا	۰۲/۱	۹/۲۲	۱/۱	۵۴/۰	۳/۳	۴/۳	۳/۱۹۴	۵/۱۷

ادامه جدول۴-۱

منابع تغییر	وزن خشک (gr)				اندام هوایی/ زمینی (cm)			بیوماس (gr)
	ریشه	ساقه	برگ		خشک	تر		خشک	تر
گونه	۵۰/۰ ns	۱۲/۰ns	۱۳/۰ns		۲۱/۰ ns	۱۷/۰ns		۲۱/۲ns	۳۴/۱۱ns
تیمارآبی	۱۸ ۱۸/ ns	۵۰/۰*	۳۰/۲**		۱۱/۰ ns	۱۲/۰ns		۶۴/۳۶*	۶/۹۵*
گونه×تیمارآبی	۵۲/۱۱ ns	۲۵/۰ns	۲۰/۰ns		۱۰/۰ ns	۰۰۲/۰ns		۱۴/۱۰ns	۵/۱۷ns
خطا	۵/۱۱	۱۶/۰	۲۲/۰		۱۲/۰	۰۸/۰		۶/۱۴	۸/۲۹
* خطای ۵ درصد، ** خطای ۱ درصد و ns عدم تفاوت معنی­دار می­باشد.

جدول۴-۲- مقایسه میانگین صفات رویشی و مرفولوژیک در دو گونه مورد مطالعه
طول ساقه )cm(	طول ریشه )cm(	تعداد برگ سبز	تعداد کل برگ	تعدادبرگ سبز /کل برک		وزن تر(gr)		گونه
					برگ	ساقه	ریشه
١۰/١±١/١a	۱/۴۱±۴a	۶/٧±۰/۵a	۱۳/۷±۵/۰b	۰/٣۴±۰/۵٢a	۱۳/۱±۱۴/۰a	۵۵/۱±۲۱/۰a	۳۵/۱۱±۹/۰a	بلوط ایرانی
١۰/۵±١a	۹/۳۲±۶/۳a	٨/٣±۰/٨a	۹۲/۸±۷/۰a	۰/٣٢±۰/۴٨a	۲۳/۱±۱۱/۰a	۸۵/۱±۲۳/۰a	۹۲/۹±۰۶/۱a	وی­ول

ادامه جدول ۴-۲-

بیوماس (gr)			اندام هوایی/زمینی(cm)			وزن خشک (gr)			گونه
تر	خشک		تر	خشک		ساقه	ریشه	برگ
۶/٧۵±۰/٩٩a	١۴/۰٣±١/۱a		۰/١٣۰/١a	۰/٢۶۰/٣a		۴٨/۰۰۶۰/۰a	۴/٧٧۰/٨٨a	۰/۶۶۱۴/۰a	بلوط ایرانی
٣/۰±١/۰a	١٣/٨۰/٩a		۰/١۰a	۰/۰١۰/٣a		۵۰/۰۰/۰٧۰a	۵/۰۶a	۶۶/۰۰٩/۰a	وی­ول

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین دو گونه می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

جدول۴-۳- مقایسه میانگین صفات رویشی و مرفولوژیک مورد بررسی در تیمار­های آبی مختلف
طول ساقه (cm)	طول ریشه (cm)	تعداد برگ سبز	تعداد کل برگ	تعداد برگ سبز/کل برگ		وزن تر (gr)				تیمار آبی
					ساقه		ریشه	برگ
١٢/١±١/۴a	٣۵/۵٠±۴/٣٠a	٨/٨٧±٠/٧۴a	٩/٢٠±٠/٧۴a	٩٣/۱±۰/٣a	٢/١٣±٠/۴a		٣/١٢±١/٩٠a	١/٧٢±٠/٢١a		۱۰۰%fc
١١±١/١a	٣٧/۴۵±۴/٢٧a	٨/٨٧±٠/٩٢a	٩±٠/٧٣a	۱/۰۱±۰a	٢/۰٢±٠/٣a		١/١٢±١/٢٩a	١/۶٠±٠/١٨a		۷۰%fc
٩/۵±١/٢a	۴٢/١٨±۵/٠٢a	۵/۴٠±٠/٢۴b	٧±٠/۶٨b	۱±۰/۱b	١/۴٨±٠/٢ab		١/١١±١/۴١a	٠/٨۶±٠/٠٨b		۵۰%fc
١٠/۵±١/١a	۴۴/٢۵±٢/٩٣a	۴/٨٠±٠/٧٣b	۶/٠٧±٠/۴٩b	۳/۰±۰/٣b	۱٩/۱±٠/١b		٢۴/٨±١a	٠/٧٧±٠/٠۶٩b		۳۰%fc

ادامه جدول ۴-۳-

بیوماس(gr)

اندام هوایی/زمینی (cm)

وزن خشک (gr)

تیمار آبی

تر

خشک

تر

خشک

ساقه

ریشه

برگ

١۶/٢۴٢/٢۴a

٨/۴۶١/٧a

۲۰/۰۲۹/۰a

۳۶/۰۹۵/۰a

۸۱/۰±۲۱/۰a

۴۶/۶±۴۸/۱a

۱۸/۱±۲/۰a

۱۰۰%fc

١۵/٧۴١/۵۴ab

٧/۵۶۰/٨ab

۲۱/۰۴۵/۰a

۴۰/۰۱۰/۰a

۴۵/۰±۱۰/۰ab

۵۷/۵±۶۹/۰a

۰۶/۱±۱/۰a

۷۰%fc

١٣/٢۶١/۶٣ab

۵/٢۵١/٣ab

۱۲/۰۲۸/۰a

۳۱/۰۱۱/۰a

۳۵/۰±۹۲/۰b

۵۰/۴±۲۸/۱a

۳۸/۰±۰۸/۰b

۵۰%fc

١۰/۴۰١/١٢b

۴/٧۵۰/۵b

۲۰/۰۲۸/۰a

۳۲/۰۵۹/۰a

۲۴/۰±۰۶۷/۰b

۶۲/۳±۴۹/۰a

۳۵/۰±۰۵/۰b

۳۰%fc

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین دو گونه می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

در دسترس نبودن آب از عوامل مهم و تاثیرگذار بر روی رشد نهال­های گونه بلوط محسوب می­ شود (کورکوس و همکاران، ۲۰۰۶). تنش خشکی بر روی برخی پارامتر­های رویشی از جمله وزن ترساقه، وزن تر برگ، نسبت برگ سبز به کل برگ، تعداد کل برگ و وزن خشک ساقه و برگ تاثیر معنی­داری داشت. به طوری که وزن تر ساقه در تنش شدید اما در مورد برگ از تنش متوسط کاهش معنی­دار مشاهده شد که این موضوع نشان دهنده حساسیت بیشتر برگ نسبت به تنش خشکی می­باشد (لارچر، ۲۰۰۳). اپرون و همکاران، (۱۹۹۷)، با بررسی گونه Q.robur در سه تیمار کنترل، تنش کمبود آب متوسط و بدون هر گونه آبیاری کاهش معنی­داری را در وزن ساقه و برگ مشاهده نمودند. نتایج حاصل از تحقیق رویو و همکاران (۲۰۰۱)، بر روی گونه­ Pinus halepensis نیز تفاوت معنی­داری را در تیمار تنش خشکی نسبت به کنترل در وزن برگ مشاهده شد. تعداد برگ سبز به نسبت کل برگ­ها در تنش کمبود آب کاهش معنی­داری پیدا کرد. در واقع ریزش برگ و کاهش تعداد کل برگ یک مکانیسم ویژه و موثر برای کاهش آب و مقابله با استرس آبی می­باشد (لارچر، ۲۰۰۳).

در این تحقیق تنش کمبود آب روی وزن خشک ساقه و برگ نیز تاثیر معنی­داری داشت. زیرا با کاهش میزان موجودی آب سطح برگ در تنش کمبود آب عموما تولید ماده خشک در کلیه اندام‌های گیاه کاهش می­یابد (روِیو و همکاران، ۲۰۰۱ ; بارله و همکاران، ۲۰۰۶). عمده عوامل احتمالی کاهش وزن خشک شامل کاهش فتوسنتز خالص و کاهش شاخص سطح برگ گیاه بر اثر تنش می­باشند (دیالو و همکاران، ۲۰۰۱). همچنین در اثر کمبود آب میزان تقسیم سلولی و در نتیجه توسعه اندام­های گیاه بدلیل کاهش آماس سلولی افت پیدا می­ کند و این امر بیوماس کل تر و خشک را کاهش خواهد داد (پولوس، ۲۰۰۷) که نتایج این تحقیق تایید کننده­ این موضوع می­باشد.

۴-۲- نتایج پارامترهای فیزیولوژیک

نتایج حاصل از آنالیز واریانس برای پارامتر­های فیزیولوژیک نشان داد که تنها محتوای نسبی آب ریشه دو گونه با هم تفاوت معنی­داری دارند (جدول ۴-۴)، با توجه به مقایسه میانگین (جدول۴-۵) محتوی نسبی آب ریشه در بلوط ایرانی بیشتر از گونه وی­ول بود. اما اثر تیمارآبی در اکثر پارامتر­های فیزیولوژیکی به جز میزان نشت الکترولیت ساقه و ریشه در بین تیمار­های آبی مختلف با هم تفاوت معنی­داری داشتند. نتایج مقایسه میانگین (جدول ۴-۶) نشان داد که نرخ نشت الکترولیت در برگ، عملکرد فتوسیستم IIدر شب و روز و هم­چنین محتوای نسبی آب برگ، ریشه و ساقه تنش شدید با تنش­های دیگر تفاوت ­معنی­داری داشت، به طوری که نرخ نشت الکترولیت در برگ در تنش شدید بیشترین مقدار را نشان داد، اما سایر پارامتر­ها کمترین میزان را در تنش شدید نشان دادند. این در حالیست که برهمکنش تنش خشکی و گونه برای هیچ­کدام از پارامترهای فیزیولوژیکی تفاوت معنی­داری نبود.

جدول۴-۴- نتایج تجزیه واریانس (میانگین مربعات) صفات فیزیولوژیکی مورد مطالعه

RWC

FV/FM

EC

منابع تغییرات

ساقه

ریشه

برگ

روز

شب

ساقه

ریشه

برگ

۸۱/۵۷ns

۷۵/۴۰*

۲۷/۱۰ns

۰۴۱/۰ns

۰۸۷/۰ns

۰۰۳/۰ns

۰۰۹/۰ns

۰/۰ns

گونه

۹۶/۱۴۷۸*

۴/۱۳۵۹**

۴۱/۳۴۰۰**

۶۱/۰**

۶۷/۰**

۰۲۴/۰ns

۰۰۵/۰ns

۳۶/۰*

تیمارآبی

۴۹/۸ns

۳۹/۴۳۷ns

۰۸/۳۴۵ns

۰۱۰/۰ns

۰۴۹/۰ns

۰۲۱/۰ns

۰۰۳/۰ns

۰۰۴/۰ns

گونه*تیمارآبی

۲/۳۵۴

۹/۲۷۷

۱/۴۳۳

۰۳/۰

۰۵/۰

۰۰۹/۰

۰۲/۰

۰۴/۰

خطا

* خطای ۵ درصد، ** خطای ۱ درصد و ns عدم تفاوت معنی­دار می­باشد.

جدول۴-۵- مقایسه میانگین صفات فیزیولوژیکی در دو گونه مورد مطالعه

RWC

FV/FM

EC

گونه

ساقه

ریشه

برگ

روز

شب

ساقه

ریشه

برگ

۱۷/۷۲±۴/۴a

۶٣/۶٩±٣/۵a

۶٨/٢٧±۴/۴a

٠/۵۶±٠/۰۵a

٠/٨۴±۰/٠۴a

٠/٣١±٠/٠٢a

٠/۵٣±٠/٠۵a

٠/۴۵±٠/٠۴a

بلوط ایرانی

٧۴/٧۶±۵a

۵٩/٧٣±۴/۶b

۶٨/٨٢±۶/١a

٠/۴٧±٠/۰۶a

٠/۵۶±٠/۰٨a

۳۰/۰±٠/٠٢a

٠/۵۴±٠/٠۴a

٠/۴٩±٠/۰۵a

وی­ول

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین دو گونه می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

جدول۴-۶- مقایسه میانگین صفات فیزیولوژیکی در تیمار­های آبی مختلف

RWC

FV/FM

EC

تیمارآبی

ساقه

ریشه

برگ

روز

شب

ساقه

ریشه

برگ

۱/۹۰±١٠/٨a

٧٢/۶±۵/٩a

۲۰/۷۶±۷/۸a

۷۳/۰±۰۱/۰a

۸۵/۰±۰۱۳/۰a

٠/٣۱±٠/٠٣a

٠/۴٨±٠/٠۴a

٣۴/٠±۳/۰b

۱۰۰%fc

۳/۷۶±۶/۰a

۶٨/١۴±۴/٩a

۱۲/۷۵±۳/۲a

۷۰/۰±۰۱/۰a

۸۳/۰±۰۰۷/۰a

٠/٣۲±٠/٠۲a

٠/۵۶±٠/٠۴a

۳۹/۰±۰۲/۰b

۷۰%fc

۸/۷۰±۴/۲ab

۶١/٢±۵/١ab

۹/۷۲±۲/۵a

۵۴/۰±۰۸/۰a

۶۶/۰±۰۹۵/۰a

٠/۲٧±٠/٠۲a

٠/۵٩±٠/٠۵a

۰۶/۰±۴۷/۰b

۵۰%fc

۹۸/۶۳±۷/۴b

۴٩/۴±٣/٩b

۰۸/۵۱±۵/۵b

۲۲/۰±۰۶/۰b

۲۹/۰±۱۰/۰b

٠/٣۲±٠/٠۲a

٠/۵۶±٠/٠۴a

۰۶/۰±۷۲/۰a

۳۰%fc

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین دو گونه می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

با توجه به نتایج، محتوی نسبی آب (RWC) در ریشه در گونه وی­ول تفاوت معنی­داری را با گونه برودار نشان داد که مقدار آن در برودار بیشتر می­باشد. نتایج پولوس و همکاران، (۲۰۰۷) بر روی دو گونه Q. laceyi و Q. sideroxyla نیز حاکی از کمتر بودن میزان محتوای نسبی آب (RWC) برگ در حالت عادی در Q. laceyi در مقایسه با Q. sideroxyla بود که مقاومت کمترQ. laceyi را در برابر خشکی بیان می­نماید. هم­چنین نرخ نشت الکترولیت برگ هم نشان داد که با افزایش تنش خشکی مقدار نشت الکترولیت برگ افزایش پیدا کرد. پایداری غشا سلولی تحت تنش خشکی به عنوان یک شاخص تحمل به خشکی بیان شده است. در واقع میزان خسارت به غشاهای سلولی را می­توان از طریق اندازه‌گیری نشت سلولی ارزیابی نمود (کوچکی و سرمدنیا، ۱۳۸۵)، نشت الکترولیت‌ها نشان دهنده آن است که گیاهان تحت تنش در مقایسه با گیاهان شرایط معمول از هدایت الکتریکی بالاتری برخوردار هستند و این بالا بودن هدایت الکتریکی نشان دهنده‌ی پایین بودن پایداری غشا­ی سیتوپلاسمی می­باشد (نادلر و همکاران، ۲۰۰۷). در تحقیقی که توسط سالوادور و همکاران (۲۰۰۴) صورت گرفت، دریافتند که استرس خشکی سبب افزایش نرخ نشت الکترولیت برگ و در نتیجه کاهش پایداری سلول­های غشایی شد. همچنین با توجه به نتایج به­دست آمده در این تحقیق، عملکرد فتوسیستم II در روز و شب در تنش شدید کاهش معنی­داری یافتند. تنش خشکی به­ طور قابل ملاحظه­ای باعث کاهش عملکرد فتوسیستم II می­ شود (دریر، ۱۹۹۴ ؛ گاردینر و هادگ، ۱۹۹۶) زیرا در طی تنش خشکی ابتدا میزان فتوسنتز به دلیل بسته شدن روزنه­ها به­ طور عمده کاهش می­یابد (اپرون و دریر، ۱۹۹۳) و وقتی نرخ جذب روزانه به صفر رسید، سپس عملکرد فتوسیستم II کاهش خواهد یافت (اپرون و همکاران، ۲۰۱۳). استرس کمبود آب می ­تواند موجب کاهش نرخ انتقال الکترون و یا کاهش فعالیت آنزیم­ های مسئول تثبیت دی­اکسید­کربن شود، یا اینکه هر دو مورد را تحت تاثیر قرار می­دهد (تزارا و همکاران، ۲۰۰۳). بررسی گونه­ Lycium nodosum نشان داد که با افزایش تنش آبی هر دو عامل محصول کوآنتوم و ماکزیمم فلورسانس کاهش پیدا کرد که موجب کاهش عملکرد فتوسیستم II ­گردید (تزارا و همکاران، ۲۰۰۳). هم­چنین مطالعه بر روی نهال­های دو گونه Q. lobata و Q. agrifolia نیز نشان داد که میزان عملکرد فتوسیستم II در گونه Q. agrifolia تحت تنش خشکی شدید کاهش معنی­دار بیشتری نسبت به گونه Q. lobata پیدا کرد، زیرا گونه Q. lobata نرخ فتوسنتز خود را حتی در تنش کمبود آب شدید نیز حفظ کرد و در نتیجه میزان عملکرد فتوسیستم II آن نیز کمتر کاهش پیدا کرد و در نهایت مقاومت بیشتری در برابر خشکی از خود نشان داد (ماهال و همکاران، ۲۰۰۹).

در این مطالعه هم­چنین در اثر اعمال تنش محتوای نسبی آب (RWC) ریشه، برگ و ساقه از کنترل به تنش شدید کاهش پیدا کرد، که مشخص می­نماید گیاه آب خود را در حالت تنش از دست داده است یا به عبارتی تنش کمبود آب بر روی گیاه اعمال شده است. تزارا و همکاران، (۲۰۰۳) با بررسی بر روی گونه Lycium nodosum تحت تنش­های خشکی، کاهش معنی­داری را در میزان محتوای نسبی آب (RWC) برگ­های این گونه مشاهده نمودند. در تحقیقی که توسط جولایی منش (۱۳۹۰) بر روی گونه­ بنه صورت گرفت میزان محتوای نسبی آب در اندام­های ریشه، ساقه و برگ در تنش شدید کاهش معنی­داری را نشان داد که با نتایج این مطالعه مطابقت دارد.

۴-۳- نتایج جذب عناصر

نتایج آنالیز واریانس عناصر مختلف نشان داد که مقادیر پتاسیم برگ، فسفر ساقه بین دو گونه معنی­داری بود (جدول ۴-۷)، به­ طوری که با توجه به نتایج مقایسه میانگین مقدار پتاسیم برگ و فسفر ساقه در بلوط ایرانی بیشتر از وی­ول بود (جدول۴-۸). اثر تنش خشکی به جز در پتاسیم ریشه، ساقه و نسبت سدیم به پتاسیم برگ در سایر پارامتر­ها تفاوت معنی­داری را نشان نداد. نتایج مقایسه میانگین نشان داد که مقادیر پتاسیم ریشه و هم­چنین نسبت سدیم به پتاسیم برگ در تنش شدید با کنترل تفاوت معنی­داری را نشان داد ولی در مورد پتاسیم ساقه از تنش متوسط کاهش معنی­داری نسبت به کنترل نشان داد (جدول۴-۹). هم­چنین نتایج نشان داد که بر همکنش گونه در تنش خشکی برای پتاسیم برگ و سدیم اندام­های برگ و ریشه و نسبت سدیم به پتاسیم برگ و ساقه معنی­داری بود. به طوری که میزان پتاسیم برگ در گونه­ وی­ول در تیمارهای آبی مختلف ثابت ماند اما در بلوط ایرانی در تنش شدید کاهش معنی­داری یافت (شکل ۴-۱). هم­چنین نتایج سدیم برگ نشان داد که میزان آن در وی­ول در تنش شدید افزایش یافت اما در بلوط ایرانی کاهش یافت (شکل۴-۲). نتایج بر همکنش گونه در تنش خشکی برای سدیم ریشه نیز نشان داد که در وی­ول در تنش شدید افزایش یافت ولی در بلوط ایرانی تقریبا ثابت ماند (شکل۴-۳). نسبت سدیم به پتاسیم برگ نیز در وی­ول از تنش متوسط به تدریج افزایش یافت ولی در بلوط ایرانی تا زمان تنش متوسط ثابت ماند در نهایت در تنش شدید کاهش معنی­داری نشان داد (شکل۴-۴). هم­چنین نسبت سدیم به پتاسیم ساقه در وی­ول ثابت ماند اما در بلوط ایرانی از تنش متوسط کاهش معنی­داری پیدا کرد.

جدول۴-۷- نتایج تجزیه واریانس(میانگین مربعات) جذب عنصر
سدیم (mg/gr)				پتاسیم ( mg/gr)			منابع تغییر
ساقه	ریشه	برگ		ساقه	ریشه	برگ
	۳۲/۱ns	۱۹/۰ns		۵۹/۲۱ns	۳۶/۰ns	۷۳/۲۱۹*	گونه
	۷۸/۱۳ns	۶۸/۰ns		۱۴/۳۳۱*	۲۲/۱*	۰۳/۹۵ns	تیمارآبی
	۳۵/۵۲**	۹۸/۲**		۲۸/۹۶ns	۷۶/۰ns	۸۰/۱۸۸**	تیمارآبی * گونه
۲/۲۹	۲/۱۲	۰۴/۰		۶/۵۶	۲۱/۰	۴۶	خطا

* خطای درصد، ** خطای ۱ درصد و ns عدم تفاوت معنی­دار می­باشد.

ادامه جدول ۴-۷-

سدیم /پتاسیم (mg/gr)				فسفر(mg/gr)			منابع تغییر
ساقه	ریشه	برگ		ساقه	ریشه	برگ
۱۵/۰ns	۶۵/۰ns	۰۲۹/۰ns		۵۳/۰*	۱۰/۰ns	۵۹/۰ns	گونه
۱۴/۰ns	۲۰/۱ns	۴/۶۱*		۰۲۷/۰ns	۹۱/۰ns	۴۷/۰ns	تیمارآبی
۶۶/۰*	۸۴/۰ns	۵۱/۲**		۰۸/۰ns	۵۰/۰ns	۲۱/۰ns	گونه*تیمارآبی
۱۹/۰	۲۵/۰	۸/۱۴		۰۵/۰	۰۲۵/۰	۱۲/۰	خطا

جدول ۴-۸- نتایج مقایسه میانگین جذب عنصر در دو گونه مورد مطالعه
گونه	پتاسیم(mg/gr)					سدیم(mg/gr)
	برگ	ریشه	ساقه		برگ	ریشه	ساقه
بلوط ایرانی	٢۶/١۰١/۵٧a	١/۵٩٣/٩۰a	١۵/٨۵١/٧٨a		۶/١۵۰/۶٩a	۶۰/٨١a	٧/۴١١/٨a
وی­ول	۲۴/٨۵١/۵۶b	۱/١۶٢/۴٢a	١۴/٩١±١/٨٢a		۶/٧۵١/۰۶a	۶/٢۵۰/٧٩a	٧/١۰١/٣۶a

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین دو گونه می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

ادامه جدول ۴-۸

گونه		فسفر(mg/gr)				سدیم/ پتاسیم (mg/gr)
	برگ	ریشه	ساقه		برگ		ریشه	ساقه
بلوط ایرانی	١/٢٣۰/١٢a	١/٢٢۰/١١a	۰/٩۴۰/٨١a		۰/۵۰۰/۶۴a		۰/٢٢۰/٣٢b	۰/۶۰۰/٩٢a
وی­ول	١/۰٣۰/١٣a	١/۰٩۰/٨۴a	۰/٧٢۰/۴٢b		١/١١۰/٢٣a		۰/٣۶۰/۰۴۴a	۰/۵٣۰/١۰a

جدول۴-۹- مقایسه میانگین جذب عنصر در تیمار­های آبی مختلف
تیمار آبی	پتاسیم(mg/gr)				سدیم (mg/gr)
	برگ	ریشه	ساقه		برگ	ریشه	ساقه
۱۰۰%fc	۴۹/۹۳۶/۱a	۹۱/۰±۲۴/۱۲b	۶۶/۰±۳۰/۸b		۳۷/۱±۷۰/۵a	۴۰/۱±۴۶/۵a	۴۴/۲±۹۴/۷a
۷۰%fc	۶۸/۱۲۸/۲a	۱۶/۴±۴۲/۲۵ab	۴۳/۲±۱۸/۱۲b		۷۶/۰±۱۷/۵a	۹۱/۰±۲۴/۷a	۰۲/۱±۲۴/۵a
۵۰%fc	۴۹/۱۲۹۹/۲a	۹۸/۳±۶۵/۳۰ab	۹۶/۲±۹۴/۱۸a		۱۱/۱±۳۶/۶a	۹۶/۰±۱۶/۷a	۵۱/۱±۶۲/۸a
۳۰%fc	۶۱/۶۴۰/۱a	۶۹/۶±۴۹/۳۲a	۱۸/۲±۹۲/۱۹a		۳۵/۱±۸۳/۷a	۱۰/۱±۰۴/۸a	۳۷/۱±۲۸/۷a

ادامه جدول ۴-۹-

سدیم/پتاسیم(mg/gr)				فسفر(mg/gr)			تیمارآبی
ساقه	ریشه	برگ		ساقه	ریشه	برگ
۳۱/۰±۷۱/۰a	۱۰۸/۰±۲۹/۰a	۰۹۹/۰±۵۴/۰b		۱۳ /۰±۸۲/۰a	۱۲/۰±۰۷/۱a	۲۵/۰±۲۴/۱a		۱۰۰%fc
۱۴/۰±۶۱/۰a	۰۰۶۸/۰±۲۰/۰a	۳۲/۰±۸۹/۰ab		۱۳/۰±۹۵/۰a	۱۴/۰±۱۵/۱a	۱۹/۰±۹۹/۰a		۷۰%fc
۱۷/۰±۶۱/۰a	۱۱/۰±۳۶/۰a	۰۷۶/۰±۹۷/۰b		۷۱/۰±۸۱/۰a	۱۱/۰±۰۹/۱a	۱۵/۰±۴۲/۱a		۵۰%fc
۰۸/۰±۴۳/۰a	۰۵۹/۰±۲۸/۰a	۳۴/۰±۲۶/۱a		۹۴/۰±۸۰/۰a	۱۵/۰±۲۶/۱a	۱۳/۰±۹۸/۰a		۳۰%fc

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین دوگونه می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

شکل۴-۱- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت پتاسیم برگ

شکل۴-۲- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت سدیم برگ

شکل۴-۳- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت سدیم ریشه

شکل ۴-۴- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت نسبت سدیم به پتاسیم برگ

شکل ۴-۵- بر همکنش گونه و تنش خشکی برای صفت نسبت سدیم به پتاسیم ساقه

با افزایش تنش خشکی مقدار پتاسیم برگ تفاوت معنی داری را نشان نداد و این در حالیست که پتاسیم موجود در اندام ریشه و ساقه تفاوت معنی­داری را نشان دادند بدین صورت­که مقدار پتاسیم در ریشه در تنش شدید افزایش پیدا کرد در حالیکه افزایش پتاسیم ساقه از تنش متوسط بود. در بررسی که توسط نیکان و قربانلی (۲۰۰۷) صورت گرفت تنش خشکی موجب افزایش پتاسیم در اندام هوایی شد. افزایش پتایسم می ­تواند ناشی از کاهش جریان تعرق و حضور کارآمد جذب پتاسیم و برخورداری از انواع خاصی از کانال­های پتاسیمی باشد ( هگینبوتام و ماچینون، ۱۹۹۳). هم­چنین وجود برخی از پرتئین­ها مانند CIPKs (پرتئین گلسینورین B مانند پرتئین کیناز) می­باشد که می ­تواند سبب تنظیم بسته شدن روزنه­ها و جذب پتاسیم در خشکسالی گردد (چانگ و همکاران، ۲۰۰۷). نتایج نشان داد که میزان پتاسیم برگ برای گونه معنی­دار بود که میزان پتاسیم در برگ بلوط ایرانی تجمع بیشتری نسبت به وی­ول داشت و این نشان­دهنده جذب و نگهداری بالاتر پتاسیم برگ توسط بلوط ایرانی می­باشد. و این در حالیست که نسبت سدیم ریشه در وی­ول بیشتر بود. منصوری و همکاران (۱۳۹۰) بیان کردند که نسبت دو یون سدیم و پتاسیم می ­تواند معیار مهمی در تعیین ارقام متحمل نسبت به حساس باشد و هر چه این نسبت کمتر باشد مقاومت در برابر تنش خشکسالی بیشتر می­ شود.

در واقع گونه ­هایی که بتوانند از ورود سدیم به طور کارآمدی جلوگیری نمایند، می توانند پتانسیل آب خود را به طور مطلوب تری حفظ کنند (جباری­اورنج،۱۳۹۰). هم چنین لی و همکاران (۲۰۰۷) بیان کردند که گونه­ های متحمل به خشکسالی سدیم بیشتری را دفع و با جذب بیشتر پتاسیم، نسبت سدیم به پتاسیم را در اندام هوایی خود پایین نگه می­دارند که به نظر می­رسد گونه بلوط ایرانی از چنین سازوکاری استفاده می­نماید. با توجه به نتایج به­دست آمده از این تحقیق میزان فسفر ساقه در گونه بلوط ایرانی بیشتر از وی­ول بود. فسفر در ساختمان سلولی نقش قابل توجهی دارد و به منزله منبع انرژی عمومی در کلیه فعل و انفعالات بیوشیمیایی داخل سلول های زنده نقش ضروری و مهمی را دارا می­باشد (سوری،۱۳۸۴). فسفر تقریباً در تمام ترکیبات داخل گیاه که ازت در آنها شرکت می کند نقش دارد، همچنین فسفر برای متابولیسم کربوهیدراتها، چربی ها، پروتئین ها و سایر عملیات تنفسی ضروری است(صفری،۱۳۸۰).

۴-۴- نتایج شاخص تحمل به تنش (STI ):

نتایج به­دست آمده از شاخص تحمل نشان داد که تمام پارامتر­های مورد نظر به جز وزن تر و خشک برگ در گونه بلوط ایرانی بیشتر از وی­ول بود.

جدول ۴-۱۰- نتایج شاخص تحمل به تنش خشکی در دو گونه مورد مطالعه

گونه

وزن تر(gr)

وزن خشک(gr)

بیوماس(gr)

برگ

ریشه

ساقه

برگ

ریشه

ساقه

تر

خشک

بلوط ایرانی

۸۴/۰

۱۶/۱۵

۶۲/۲

۳۴/۰

۷۷/۵

۷۸/۰

۱۶/۲

۰۸/۱

وی­ول

۱۶/۱

۶۴/۶

۳/۱

۵۹/۰

۸۰/۳

۷۱/۰

۵۱/۱

۸۲/۰

نتایج این بررسی نشان داد که شاخص تحمل فرناندز (۱۹۸۰) در گونه بلوط ایرانی در تمام پارامتر­ها به جز وزن تر و خشک برگ نسبت به وی­ول بیشتر می­باشد. منصوری و همکاران (۱۳۹۰) طی تحقیقی که انجام داده بودند، بیان کردند که شاخص تحمل برای ارقام متحمل بیشتر از ارقام حساس می­باشد، این می ­تواند به دلیل اجتناب از خشکی بیشتر در گونه بلوط ایرانی باشد. زیرا یکی از مکانیسم­های اجتناب از خشکی کنترل و یا کاهش میزان اتلاف تعرقی آب از گیاه از طریق بستن روزنه­ها و ریختن برگ­ها می­باشد (لوجیو و همکاران، ۲۰۰۳ ؛ ناردینی و پیت، ۱۹۹۹). درختان بلوط در مقابل خشکسالی از طریق هر دو مکانیسم اجتناب از خشکی و تحمل به خشکی استفاده می­ کنند (اپرون و دریر، ۱۹۹۳). ولی گونه­ وی­ول مدت زمان بیشتری برگ­های خود را نگه می­دارد که این به دلیل تحمل بیشتر به خشکی در گونه­ وی­ول می­باشد. بنابراین با توجه به نتایج به­دست­ آمده از این مطالعه به طور کلی می­توان گفت که تنش خشکی تاثیر متفاوتی بر پارامتر­های رویشی، مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی در دو گونه بلوط مورد نظر نداشت، چون بر همکنش گونه و تنش خشکی معنی­دار نشد و این می ­تواند به دلیل کوتاه بودن دوره تنش باشد و اگر تنش طولانی­تر شود و یا در شرایط آزمایشی متفاوت ممکن است عکس­العمل دو گونه با هم متفاوت باشد.

۴-۵- نتایج فتوسنتز

نتایج حاصل از تجزیه واریانس نشان داد که گونه­ های مختلف تنها درفتوسنتز، کارایی مصرف آب و تعرق با هم تفاوت معنی­دار دارند (جدول۴-۱۱). نتایج مقایسه میانگین هم نشان داد که گونه وی­ول فتوسنتز ، کارایی مصرف آب و تعرق بیشتری نسبت به بلوط ایرانی داشت (جدول۴-۱۲). هم­چنین نتایج حاصل از تجزیه واریانس در دو زمان مختلف برای هدایت روزنه­ای و کارایی مصرف آب معنی­دار بود، به­ طوری که هدایت روزنه­ای در زمان دوم کاهش یافت ولی کارایی مصرف آب در زمان دوم افزایش معنی­داری پیدا کرد، یعنی با کاهش نور، هدایت روزنه­ای کاهش معنی­دار اما مقدار کارایی مصرف آب افزیش معنی­دار یافت (جدول۴-۱۳). هم­چنین نتایج حاصل از تجزیه واریانس در دو رژیم آبیاری کنترل و تیمار تنش کمبود آب برای تمام پارامتر­های مورد اندازه ­گیری بجز کارایی مزوفیلی، کارایی مصرف آب برگ و دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ای و محیطی معنی­دار بود. نتایج مقایسه میانگین نشان داد که با کاهش محتوای آب خاک از ۱۰۰ تا ۷۰ درصد ظرفیت مزرعه­ای خاک، هدایت روزنه­ای و به همراه آن نرخ تبخیر و تعرق در هر دو گونه افزایش یافت. اما این افزایش تأثیری در نرخ خالص فتوسنتز و سایر پارامترهای فتوسنتزی مورد اندازه گیری نداشت. زمانی که محتوای نسبی آب به ۵۰ درصد ظرفیت مزرعه­ای رسید، نرخ خالص فتوسنتز و هدایت مزوفیلی کاهش معنی­داری نسبت به حالت کنترل یافت و این در حالسیت که کارایی مصرف آب افزایش معنی­داری را نسبت به تنش ملایم (۷۰ درصد) داشت اما در سایر پارامتر­های مورد اندازه ­گیری تغییر معنی­داری مشاهده نشد. با کاهش بیشتر محتوای آب خاک تا ۳۰ درصد ظرفیت زراعی، علاوه بر فتوسنتز و هدایت مزوفیلی، پارامتر­های دیگری مانند هدایت روزنه­ای، نرخ تبخیر و تعرق و نسبت دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ای به محیطی کاهش معنی­داری را نسبت به شرایط کنترل شده نشان دادند.

همچنین درصد تغییرات پارامتر­های گازی تحت تنش شدید نسبت به کنترل نشان داد که فتوسنتز در گونه وی­ول ۶۴% ولی در بلوط ایرانی ۹۴ % کاهش نشان داد. همچنین میزان هدایت روزنه­ای وی­ول ۸۵% و بلوط ایرانی ۸۷% کاهش داشت. اما هدایت مزوفیلی در وی­ول ۶۵% ولی در بلوط ایرانی ۹۵% کاهش نشان داد. میزان تعرق نیز در وی­ول ۵۷% ولی در بلوط ایرانی ۷۹% کاهش داشت.

جدول۴-۱۱- نتایج تجزیه واریانس (میانگین مربعات) صفات مورد مطالعه

منابع تغییرات	هدایت روزنه­ای (gs)	نرخ فتوسنتز خالص (A)	هدایت مزوفیلی (A/Ci)	کارایی مزوفیلی (Ci/gs)	wue (A/E)	کارایی مصرف آب داخلی برگ (A/gs)	نسبت دی‌اکسید کربن زیر روزنه‌ای به محیط (ci/cref)
بین گروهی
تیمارآبی	۰۰۳/۰ **	۹/۵۹ **	۰۱/۱**	۲/۴۸ ns	۲/۴۸ *	۹۸/۹۴۵۸۴ ns	۰۰۱/۰ **
گونه	۰۰۱/۰ ns	۰۳/۰ *	۰۶/۶ ۱۰-۸ns	۳/۶۲ ns	۳/۶۲ *	۱۳۴۵۵۰ ns	۳۶/۱ ns
گونه× تیمارآبی	۷۲/۴ ۱۰-۵ns	۴/۵ ns	۴۳/۳ ۱۰-۵ns	۵/۱۷ ns	۵/۱۷ ns	۳/۲۹۸۹ ns	۰۰۱/۰ns
خطای باقی­مانده	۰۰۱/۰	۵/۳	۵- ۱۰×۴/۲	۱۵/۱۸	۶۵/۱۲	۵۴۱/۷۱۵۴	۰۰۱/۰
درون گروهی
زمان	۰۰۲/۰ *	۴/۴ ns	۱۸/۵ ns	۵۹/۱ ns	۷/۷۸ *	۱۲۶۹۲ ns	۰۰۴/۰ ns
گونه×زمان	۰۰۱/۰ ns	۸/۷ ns	۱۴/۷ns	۸/۲۹ ns	۸/۲۹ ns	۱۲/۲۲۳۷ ns	۰۰۲/۰ ns
زمان×تیمارآبی	۰۰۱/۰ ns	۱۱/۳ ns	۱۳/۳ ns	۹/۱۹ ns	۹/۱۹ ns	۸/۲۷۶۸۵ ns	۰۰۲/۰ ns
زمان×گونه×تیمار	۰۰۱/۰ ns	۱۴/۷ ns	۸/۵ ns	۷/۲۳ ns	۳۳/۲۹ ns	۸۸/۲۰۹۷۰ ns	۰۰۱/۰ ns
خطای باقی مانده	۰۰۱/۰	۱/۵	۵- ۱۰×۷/۳	۵۲/۱۲	۸۶/۱۴	۲۴/۱۰۱۵۹	۰۰۱/۰

ادامه جدول ۴-۱۱-

منابع تغییرات	دی­اکسیدکربن زیر روزنه (Ci)	تعرق (E)
بین گروهی
تیمارآبی	۹۸/۱ ns	۶/۲ **
گونه	۰۲/۰ ns	۱/۲ *
گونه×تیمار	۳۶/۰ ns	۵۷/۰ ns
خطای باقی مانده	۶۲/۰	۸۴/۰
درون گروهی
زمان	۶/۵۳۳ ns	۰۱۵/۰ ns
گونه× زمان	۲۰/۶۱ ns	۵۲/۱ ns
زمان×تیمار	۱۲/۳۵۵ ns	۵۸/۰ ns
زمان×گونه ×تیمار	۲/۷۵ ns	۸۳/۰ ns
خطای باقی مانده	۲۳/۲۲۹	۷۵/۱

* خطای ۵ درصد، ** خطای ۱ درصد و ns عدم تفاوت معنی­دار می­باشد.

(Ci) میکرو مول/ مول- (A) میکرو مول دی اکسید کربن بر متر مربع در ثانیه- (gs) میلی مول آب بر متر مربع در ثانیه- (E) میلی مول آب بر متر مربع در ثانیه- (WUE) میکرو مول دی اکسید کربن بر مول آب-Ci/gs)) میکرومول در متر مربع در ثانیه/ مول در میلی مول آب ((A/Ci مول در متر مربع در ثانیه- (WUEL) میکرومول دی­اکسیدکربن در سانتی­متر مربع / متر مربع در ثانیه.

جدول۴-۱۲- مقایسه میانگین صفات مورد بررسی در دو گونه مورد مطالعه

گونه	هدایت روزنه­ای	نرخ فتوسنتزخالص	هدایت­مزوفیلی	کارایی­مزوفیلی	کارایی مصرف آب	کارایی مصرف آب داخلی برگ
وی­ول	۰۱/۰۰۰۴/۰a	۲/۵۷/۰a	۰۱۴/۰۰۰۲/۰a	۳/۲۱۳۴۳۷/۳۳۳۶a	۷/۵۱/۱a	۵/۲۶۸۱/۲۴۸a
بلوط ایرانی	۰۳/۰۰۰۶/۰a	۸/۴۷/۰b	۰۱۳/۰۰۰۱/۰a	۲۲/۱۰۹۰۰۷/۱۳۸۹a	۳۸/۳۷/۰b	۵/۱۵۸۱/۲۳a

ادامه جدول ۴-۱۲-

گونه	Ci/cref	ci	تعرق
وی­ول	۹۷/۰۰۰۴/۰a	۳۷۰۴/۳a	۱/۲۰/٢٢a
بلوط ایرانی	۹۷/۰۰۰۴/۰a	۳۷۰۴a	۶/١۰/٣٢b

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین دو گونه می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

جدول۴-۱۳- مقایسه میانگین صفات مورد بررسی در زمان­های مختلف

زمان	هدایت روزنه­ای	نرخ فتوسنتز خالص	هدایت مزوفیلی	کارایی مزوفیلی	کارایی مصرف آب	کارایی مصرف آب داخلی برگ
اول	۰۳۱/۰۰۰۵/۰a	۶/۵۸۱/۰a	۰۱۵/۰۰۰۲/۰a	۱۴۰۴۲۸/۲۲۱۸a	۱/۳۴/۰b	۸/۱۸۰۰۹/۲۲a
دوم	۰۱۸/۰۰۰۵/۰b	۳/۴۵۹/۰a	۰۱۱/۰۰۱۵/۰a	۱۸۹۷۸۳۶۷۵a	۰۷/۶۲۵/۱a	۱۱/۱۹۱۶۱/۶۶a

ادامه جدول ۴-۱۳- ۴-۱۳٫
زمان	Ci/Cref	Ci	تعرق
اول	۹۷/۰۰۰۴/۰a	۵/۳۶۴۱۱/۳a	۸۷/۱۲۹/۰a
دوم	۹۸/۰۰۰۲/۰a	۷/۳۷۴۵/۴a	۹۸/۰۲۰/۰a
حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین زمان­های مختلف می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

جدول ۴-۱۴- مقایسه میانگین صفات مورد بررسی در تیمار­های آبی مختلف

تیمارآبی	هدایت روزنه­ای	نرخ فتوسنتز خالص	هدایت مزوفیلی	کارایی مزوفیلی	کارایی مصرف آب	کارایی مصرف آب داخلی برگ
۱۰۰%fc	۰۳۰/۰ ۰۰۷/۰b	۹/۷ ۷۱/۰a	۰۲۱/۰۰۰۲/۰a	۴۴/۱۸۶۳۲۴/۴۰۰۶a	۲۸/۲۶۰/۰ab	۲۹/۳۰۰ ۲۰/۵ a
۷۰%fc	۰۵۳/۰ ۰۰۶/۰a	۱۰/۶۱۲/۱ab	۰۱۷/۰۰۰۳/۰ab	۰۱/۱۵۹۹۵/۱۶۴۹a	/۲ ۲۸۵۲/۰b	۱۳۷ ۶۵/۲۴ a
۵۰%fc	۰۱۷/۰۰۰۴/۰ab	۵/۴ ۶۶/۰b	۰۱۲/۰۰۰۳/۰b	۲۵/۲۱۴۶ ۴/۳۶۷۶a	۲۳/۶ ۰۴/۱ a	۹۸/۲۰۰ ۵۳/۴۲ a
۳۰%fc	۰۰۴/۰۰۰۲/۰c	۶۳/۱ ۴۲/۰c	۰۰۴/۰۰۰۴/۰c	۶/۱۶۰۰ ۳/۲۷۴۸ a	۸۴/۳۳۸/۱ab	۹۹/۱۲۳ ۹۹/۸۸ a

ادامه جدول ۴-۱۴-

تیمارآبی	دی اکسید کربن زیر روزنه ای به محیطیci/cref	دی­اکسید کرین زیر روزنه­ای ci	تعرق E
۱۰۰%fc	۹۷/۰۰۰۴/۰a	۴/۳۶۵۱۱/۳a	۵۷/۱۴۳/۰b
۷۰%fc	۹۶/۰۰۰۱/۰ab	۷/۳۷۴۲/۴a	۷۶/۲۴۲/۰a
۵۰%fc	۹۵/۰۰۰۵/۰ab	۲/۳۷۰۴/۳a	۹۷/۰۲۸/۰bc
۳۰%fc	۹۴/۰۰۰۲/۰b	۸/۳۶۷۸/۴a	۴۱/۰۱۴/۰c

حروف یکسان در هر ستون نشان دهنده عدم تفاوت معنی­دار بین تیمار­های مختلف می­باشد. اعداد پس از ± اشتباه معیار می­باشند.

۴-۶- نتایج همبستگی تبادلات گازی

نتایج حاصل از تجزیه همبستگی بین پارامتر­های تبادلات گازی در هر دو گونه وی­ول و بلوط ایرانی، نشان داد که فتوسنتز با هدایت روزنه­ای، مزوفیلی و تعرق همبستگی مثبت و معنی­داری داشت که این همبستگی بین پارامتر­های فتوسنتز با هدایت روزنه­ای، هدایت مزوفیلی و تعرق در گونه وی­ول همبستگی بالایی بود ولی در بلوط ایرانی همبستگی متوسطی را نشان داد. همچنین تنها در گونه وی­ول فتوسنتز با کارایی کارایی مصرف آب برگ و نسبت دی­اکسیدکربن زیر­روزنه­ای به محیطی­ همبستگی منفی و معنی­دار نشان داد. همچنین همبستگی مثبت و معنی­دار بالایی بین پارامتر­های هدایت روزنه­ای با تعرق و هدیت مزوفیلی در هر دو گونه مشاهده شد (جدول ۴-۱۵ و ۴-۱۶).

جدول۴-۱۵- نتایج همبستگی پارامتر­های تبادلات گازی در گونه وی­ول
Ci/cref	ci	تعرق	کارایی مصرف آب برگ	کارایی مصرف آب	کارایی مزوفیلی	هدایت مزوفیلی	هدایت روزنه ای	فتوسنتز
۸۱۷/۰-**	۵۰۰/۰-**	۷۶۴/۰**	۴۴۳/۰-*	۰۹۵/۰ns	۳۸۲/۰ns	۹۸۸/۰**	۷۶۷/۰**	۱	فتوسنتز
۶۲۴/۰-**	۶۳۰/۰-**	۹۷۰/۰**	۳۵۲/۰-ns	۴۴۲/۰ns	۸۶۰/۰-**	۷۸۷/۰**	۱		هدایت روزنه­ ای
۸۲۰/۰-**	۵۴۰/۰-**	۷۸۳/۰**	۴۰۵/۰ns	۰۷۵/۰ns	۱۳۰/۰ns	۱			هدایت مزوفیلی
۰۰۳/۰ns	۱۷۳/۰ns	۰۶۵/۰-ns	۸۵۱/۰*	۰۱۵/۰ns	۱				کارایی مزوفیلی
۰۵۱/۰ns	۲۱۳/۰ns	۳۵۹/۰-ns	۰۸۵/۰ns	۱					کارایی مصرف آب
۱۸۴/۰ns	۲۱۵/۰ns	۱۴۴/۰-ns	۱						کارایی مصرف آب برگ
۲۰۴/۰-ns	۱۳۴/۰ns	۱							تعرق
۲۰۸/۰ns	۱								ci
۱									Ci/cref
		* خطای ۵ درصد، ** خطای ۱ درصد و ns عدم تفاوت معنی­دار می­باشد.

جدول۴-۱۶- نتایج همبستگی پارامتر­های تبادلات گازی در گونه بلوط ایرانی جدول۶٫ همبستگی پارامتر­های تبادلات گازی در گونه بلوط ایرانی
Ci/cref	ci	تعرق	کارایی مصرف آب برگ	کارایی مصرف آب	کارایی مزوفیلی	هدایت مزوفیلی	هدایت روزنه ای	فتوسنتز
۲۴۱/۰-ns	۱۷۱/۰-ns	۵۷۴/۰**	۴۶۱/۰ns	۳۸۴/۰ns	۴۸۴/۰-ns	۹۹۵/۰**	۵۷۶/۰**	۱	فتوسنتز
۵۰۰/۰-*	۲۶۵/۰-ns	۹۷۹/۰**	۲۵۸/۰ns	۳۴۵/۰-ns	۱۱۱/۰ns	۶۰۹/۰**	۱		هدایت روزنه ای
۳۴۴/۰-ns	۲۷۴/۰-ns	۵۸۸/۰**	۴۵۲/۰ns	۳۳۵/۰ns	۱۵۲/۰ns	۱			هدایت مزوفیلی
۰۶۲/۰-ns	۰۵۴/۰-ns	۰۴۸/۰-ns	۷۵۶/۰**	۰۸۸/۰-ns	۱				کارایی مزوفیلی
۰۸۵/۰-ns	۱۸۰/۰-ns	۳۱۱/۰-ns	۰۴۶/۰ns	۱					کارایی مصرف آب
۴۵۷/۰-*	۴۹۳/۰-ns	۴۶۹/۰-ns	۱						کارایی مصرف آب برگ
۴۹۵/۰-*	۳۸۶/۰-ns	۱							تعرق
۷۱۴/۰**	۱								ci
۱									Ci/cref
	* خطای ۵ درصد، ** خطای ۱ درصد و ns عدم تفاوت معنی­دار می­باشد.

مطالعه تغییرات فتوسنتز در شرایط تنش خشکی می ­تواند به شناسایی فاکتورهای موثر در مقاومت به این تنش کمک کند (سی و سه مرده و همکاران، ۱۳۸۳). با توجه به نتایج به­دست آمده از این مطالعه، آنالیز واریانس نشان داد که هیچ اثر متقابلی بین سه عامل گونه، زمان و تیمار تنش کمبود آب وجود ندارد، یعنی عکس­العمل این دو گونه نسبت به تنش خشکی از نظر کلیه پارامتر­ها در هر دو زمان مورد اندازه ­گیری مشابه است. اما مقایسه گونه­ ها نشان داد که گونه بلوط ایرانی در مقایسه با وی­ول از نرخ تبخیر و تعرق و نرخ خالص فتوسنتز و کارآیی مصرف آب کمتری برخوردار بود. ریل و هکس (۱۹۶۸) معتقدند که کاهش فتوسنتز، منجر به کاهش تعرق و کارایی مصرف آب می­ شود. از طرف دیگر در بررسی که روی میزان فتوسنتز در دو گونه Q. ilexوLaurus nobilis تحت شرایط خشکی توسط آرنا و همکاران (۲۰۰۸) انجام شد، نتیجه ­گیری کردند که تحت شرایط خشکی مساوی، میزان فتوسنتز در گونه Q. ilex نسبت به گونه L. nobilis بیشتر بود و در نتیجه به خشکی مقاوم­تر است. همچنین در مطالعه­ ای که بر روی سه گونه Q. petraea،Q. pubescens و Q. ilex توسط اپرون و دریر (۱۹۹۳) صورت گرفت نیز نشان دادند که میزان کارآیی مصرف آب گونه Q. ilex که یک گونه سازگار به خشکی می­باشد بالاتر بود. بنابراین به نظر می­رسد که گونه وی­ول به طور کلی دارای بازدهی و مقاومت بیشتر به خشکی نسبت به گونه بلوط ایرانی است. از طرف دیگر نتایج نشان داد که با کاهش نور در زمان اندازه ­گیری دوم، هدایت روزنه­ای کاهش و کارآیی مصرف آب افزایش یافت. مطالعه بر روی چهار گونه بلوط نشان داد که تاثیر خشکی بر عملکرد گیاه بستگی به شدت میزان نور محیط دارد (کورو و همکاران، ۲۰۰۶). همچنین مطالعه بر روی Quercus suber تحت تنش خشکی در میزان نور بالا و کم نشان داد که در نور کم چه در حالت کنترل و چه در حالت تنش خشکی میزان فتوسنتز، هدایت روزنه­ای و کارایی مصرف آب نسبت به نور زیاد کمتر بود. در واقع گیاهان در معرض نور کم و تنش کمبود آب بیشتر تحت تنش بودند (آراندا و همکاران، ۲۰۰۵). در این حالت بیشترین میزان ظرفیت فتوسنتزی در نهال­هایی بود که در نور زیاد رشد کرده بودند و سبب تجمع اسمولیت­ها از جمله قند­های محلول شد (آلسوارت و ریچ، ۱۹۹۹). بنابراین مکانیسم­هایی مانند تنظیم اسمزی می ­تواند توسط ظرفیت فتوسنتزی بالاتر در محیط­های با میزان نور بیشتر تنظیم شود (آبرامز، ۱۹۸۸; کلوپل و همکاران، ۱۹۹۳; مندز و همکاران، ۱۹۹۳).

همچنین اثر تنش کمبود آب در این مطالعه بیانگر معنی­دار شدن فتوسنتز و هدایت روزنه­ای و مزوفیلی، کارآیی مصرف آب و دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ای به محیطی و تعرق بود. از آنجا که میزان فتوسنتز تا حد زیادی در گرو رفتار روزنه­ها می­باشد، به‌ خصوص در تنش­های خشکی شدید که هدایت روزنه­ای به شدت کاهش می­یابد (وانگ و همکاران، ۱۹۷۹). کاهش محتوای نسبی آب برگ موجب بسته شدن روزنه­ها و در نتیجه کاهش هدایت روزنه­ای می‌شود (چارتزولاکسیا و همکاران، ۲۰۰۲؛ پینهیرو و همکاران، ۲۰۰۴). ). بررسی­های صورت گرفته در این تحقیق نیز حاکی از همبستگی مثبت و معنی­داری بین فتوسنتز ،هدایت روزنه­ای و تعرق در هر دو گونه بود. در شرایط تنش خشکی، میزان دی­اکسیدکربن قابل دسترس برای فتوسنتز به واسطه کاهش هدایت ­روزنه­ای و مزوفیلی کاهش می­یابد (مهر­جردی و همکاران، ۱۳۹۱). از طرف دیگر کاهش نسبت دی‌اکسیدکربن زیر روزنه‌ای به دی‌اکسیدکربن محیطی (Ci/Cref) در طی تنش خشکی در این آزمایش می‌تواند باعث حفظ آب شود (حاجی­بلند و امیرزاد، ۲۰۱۰). در این مطالعه تنها در گونه وی­ول فتوسنتز با کارآیی مصرف آب برگ و نسبت دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ای و نسبت دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ به محیطی ارتباط منفی و معنی­داری را نشان داد. این می ­تواند به دلیل انجام فتوسنتز بیشتر در وی­ول و کاهش کمتر آن نسبت به گونه بلوط ایرانی باشد که سبب تخریب آنزیم کربوکسیلاز و چرخه روبیسکو می­گردد و در نتیجه دی­اکسیدکربن زیر­روزنه­ای افزایش می­یابد (سی و سه مرده و همکاران، ۱۳۸۳). همچنین در این تحقیق همبستگی مثبت و معنی­دار بین فتوسنتز و هدایت مزوفیلی در هر دو گونه مشاهده شد. هدایت مزوفیلی پایین­تر نشان دهنده سرعت فتوسنتز کمتر است که خود بیانگر ورود co₂ کمتر به فضای زیر روزنه­ها می­باشد. در مطالعه­ ای که توسط سی و سه مرده و همکاران (۲۰۰۵) صورت گرفت بیان کردند که در صورتی که کاهش فتوسنتز با افزایش یا ثبات غلظت co₂ درون روزنه­ای همراه باشد، می­توان گفت که عوامل غیرروزنه­ای محدود کننده فتوسنتز هستند. بنابراین می­توان بیان نمود که محدودیت غیر روزنه­ای در دو گونه در تنش خشکی باعث کاهش فتوسنتز گردید. در واقع کاهش فتوسنتز می ­تواند به عوامل روزنه­ای و غیرروزنه­ای نسبت داده شود (دل­بلانکو، ۲۰۰۰). فیشر و همکاران (۱۹۹۸) و باروتجولا و همکاران (۲۰۰۰) نیز در ارتباط با محدودیت های غیر روزنه­ای، صفت هدایت­ مزوفیلی (میزان فتوسنتز به غلظت co₂ درون روزنه­ای) را مطرح کردند. اما کاهش هماهنگ فتوسنتز و هدایت روزنه­ای به واسطه محدودیت روزنه­ای در فتوسنتز است (آستین، ۱۹۸۹). کاهش هدایت روزنه­ای در شرایط تنش شدید در این مطالعه به علت بسته شدن در روزنه­ها می­باشد، همچنین وجود تشعشع تحت این شرایط موجبات صدمه هرچه بیشتر اکسیداسیون نوری به کلروپلاست، افزایش دمای برگ (هالدر و بوراگی، ۲۰۰۳) و کاهش جذب آب و مواد غذایی از ریشه­ها می­ شود که در نهایت سبب کاهش تعرق ­گردید (ورونا و کالکاجینو، ۱۹۹۱). درختان بلوط در مقابل خشکسالی از طریق هر دو مکانیسم اجتناب از خشکی و تحمل به خشکی استفاده می­ کنند (اپرون و دریر، ۱۹۹۳). ارقام حساس به خشکی عمدتا” از مکانیزم اجتناب از خشکی بهره­مند هستند، به طوری که در شرایط تنش با بستن روزنه­ها، فتوسنتز، نرخ تبخیر و تعرق کاهش می­یابد و این درحالی است که ارقام نیمه مقاوم ومقاوم به خشکی عمدتا"متکی بر مکانیزم تحمل به خشکی می­باشند (خزاعی و کافی، ۱۳۸۱). دانشمندان بیان کردند که تغییرات فیزیولوژیکی سریع مانند افزایش مقاومت روزنه­ای و کاهش فتوسنتز و نرخ تبخیر و تعرق جزء مکانیسم های اجتناب از تنش خشکی می­باشند (ماچادو و پالسین، ۲۰۰۱). بنابر­این گونه وی­ول با حفظ کارایی مصرف آب برگ بالاتر و همچنین وجود همبستگی منفی و معنی­داری که فتوسنتز با نسبت دی­اکسید کربن زیر روزنه­ای و نسبت دی­اکسید کربن زیر روزنه­ای به محیطی داشت یک گونه متحمل در برابر خشکی می­باشد. اما این در حالیست که گونه بلوط ایرانی در مقایسه با گونه وی­ول از نرخ تبخیر و تعرق، فتوسنتز و کارایی مصرف آب برگ کمتر برخوردار بود و کاهش درصد تغییرات پارامتر­های تبادلات گازی تحت تنش شدید نسبت به کنترل در گونه بلوط ایرانی بیشتر بود. بنابراین به نظر می­رسد که گونه بلوط ایرانی نسبت به گونه وی­ول بیشتر از مکانیسم اجتناب از خشکی استفاده می­ کند اما گونه وی­ول در شرایط تنش خشکی همچنان به فتوسنتز خود ادامه می­دهد. از نتایج این تحقیق می­توان استنباط نمود که اگرچه گونه وی­ول می ­تواند فتوسنتز خود را تحت تنش خشکی بهتر حفظ کند، اما در شرایط بلندمدت مانند شرایط زاگرس که دارای فصل خشک طولانی هستند، ممکن است باعث کاهش زنده­مانی آن گردد. مطالعه بر روی نهال­های سه گونه بلوط زاگرس در عرصه هم نشان داد که نهال­های گونه بلوط ایرانی نسبت به دو گونه دیگر از زنده­مانی بالاتری برخوردار هستند (کریمی، ۲۰۱۳).

اما در مورد مطالعات مولکولی عمل استخراجRNA با هر دو روش کیت و دستی صورت گرفت مرحله run کردن نمونه نیز انجام شد ولی در مرحله الکتروفورز به علت مشاهده نشدن نوار­های مربوط بهRNA مطالعات مولکولی موفقیت­آمیز نبود. تنها یک مرتبه از نمونه­های تازه برگ و ریشه با بهره گرفتن از روش دستی گریگوری و همکاران (۲۰۰۷) یک باند مربوط بهRNA مشاهده شد (شکل ۴-۶) که حالت شکسته داشت. پس از آن با تکرار مجدد آزمایش متاسفانه جواب مطلوب حاصل نشد.

شکل ۴-۶- تصویر ژل بارگذاری شده

۴-۷- نتیجه ­گیری کلی و پیشنهادات

۴-۷-۱- نتیجه ­گیری کلی

بنابراین با توجه به نتایج به­دست آمده از این مطالعه می­توان گفت که تنش خشکی تاثیرات منفی بر پارامتر­های رویشی، مورفولوژیکی و فیزیولوژیکی در دو گونه بلوط مورد نظر داشت، به طوری که اکثر پارامترهای رویشی و فیزیولوژیکی کاهش یافت اما نرخ نشت الکترولیت اندام­ها افزایش یافت. در این مطالعه وزن تر ساقه در تنش شدید کاهش یافت اما در مورد برگ از تنش متوسط کاهش معنی­دار مشاهده شد که این موضوع نشان دهنده حساسیت بیشتر برگ نسبت به تنش خشکی می­باشد (لارچر، ۲۰۰۳). همچنین تعداد برگ سبز به نسبت کل برگ­ها در تنش کمبود آب کاهش معنی­داری پیدا کرد. در واقع ریزش برگ و کاهش تعداد کل برگ یک مکانیسم ویژه و موثر برای کاهش آب و مقابله با استرس آبی می­باشد (لارچر، ۲۰۰۳). تنش کمبود آب روی وزن خشک ساقه و برگ نیز تاثیر معنی­داری داشت. زیرا با کاهش میزان موجودی آب سطح برگ در تنش کمبود آب عموما تولید ماده خشک در کلیه اندام‌های گیاه کاهش می‌­یابد، همچنین در اثر کمبود آب میزان تقسیم سلولی و در نتیجه توسعه اندام­های گیاه بدلیل کاهش آماس سلولی افت پیدا می­ کند و این امر بیوماس کل تر و خشک را کاهش داد (پولوس، ۲۰۰۷). در این مطالعه هم­چنین در اثر اعمال تنش، محتوای نسبی آب ریشه، برگ و ساقه از کنترل به تنش شدید کاهش پیدا کرد، که مشخص می­نماید گیاه آب خود را در حالت تنش از دست داده است یا به عبارتی تنش کمبود آب بر روی گیاه اعمال شده است. زمانی که محتوای نسبی آب در هر سه بافت ریشه، ساقه و برگ در تنش شدید کاهش یافت، مقدار نشت الکترولیت تنها در اندام برگ افزایش پیدا کرد که نشت الکترولیت‌ها نشان دهنده آن است که گیاهان تحت تنش در مقایسه با گیاهان شرایط معمول از هدایت الکتریکی بالاتری برخوردار هستند و این بالا بودن هدایت الکتریکی در اندام برگ نشان دهنده‌ی پایین بودن پایداری غشا­ی سیتوپلاسمی این اندام نسبت به ریشه و ساقه می­باشد (نادلر و همکاران، ۲۰۰۷). همچنین با توجه به نتایج به­دست آمده در این تحقیق، همزمان با کاهش محتوای نسبی آب در تنش شدید، عملکرد فتوسیستم II در روز و شب نیز در تنش شدید کاهش معنی­داری یافت. زیرا در طی تنش خشکی ابتدا میزان فتوسنتز به دلیل بسته شدن روزنه­ها به­ طور عمده کاهش می­یابد (اپرون و دریر، ۱۹۹۳) و وقتی نرخ جذب روزانه به صفر رسید، سپس عملکرد فتوسیستم II کاهش خواهد یافت (اپرون و دریر، ۲۰۱۳).

با افزایش تنش خشکی مقدار پتاسیم برگ تفاوت معنی داری را نشان نداد و این در حالیست که پتاسیم موجود در اندام ریشه و ساقه تفاوت معنی­داری را نشان دادند که مقدار پتاسیم در ریشه در تنش شدید افزایش پیدا کرد در حالیکه افزایش پتاسیم ساقه از تنش متوسط بود. افزایش پتایسم می ­تواند ناشی از کاهش جریان تعرق و حضور کارآمد جذب پتاسیم و برخورداری از انواع خاصی از کانال­های پتاسیمی باشد (هیگینبوتام و ماچینون، ۱۹۹۳). هم­چنین به علت وجود برخی از پرتئین­ها می­باشد که می ­تواند سبب تنظیم بسته شدن روزنه­ها و جذب پتاسیم در خشکسالی گردد (چانگ و همکاران، ۲۰۰۷).

نتایج این بررسی نشان داد که بلوط ایرانی علاوه بر داشتن تعداد برگ کمتر و همچنین میزان پتاسیم بیشتر در اندام برگ و میزان شاخص تحمل بیشتر در تمام پارامتر­ها به جز وزن تر و خشک برگ نسبت به وی­ول از مکانیسم اجتناب از خشکی بهره می­جوید. زیرا یکی از مکانیسم­های اجتناب از خشکی کنترل و یا کاهش میزان اتلاف تعرقی آب از گیاه از طریق بستن روزنه­ها و ریختن برگ­ها و همچنین ذخیره بیشتر پتاسیم در اندام­های هوایی می­باشد (ناردینی و پیت، ۱۹۹۹ و لوجیو و همکاران، ۲۰۰۳).

نتایج مربوط به پارامتر­های تبادلات نشان داد که هیچ اثر متقابلی بین سه عامل گونه، زمان و تیمار تنش کمبود آب وجود ندارد، یعنی عکس­العمل این دو گونه نسبت به تنش خشکی از نظر کلیه پارامتر­ها در هر دو زمان مورد اندازه ­گیری مشابه است. در این مطالعه گونه بلوط ایرانی از نظر عملکرد رویشی بهتر از گونه وی­ول عمل نمود اما از نظر تبادلات گازی گونه­ وی­ول عملکرد مناسب­تری از خود نشان داد. زیرا بلوط ایرانی در مقایسه با وی­ول از نرخ تبخیر و تعرق و نرخ خالص فتوسنتز و کارایی مصرف آب کمتری برخوردار بود. از طرف دیگر نتایج نشان داد که با کاهش نور در زمان اندازه ­گیری دوم، هدایت روزنه­ای کاهش اما کارایی مصرف آب افزایش یافت. زیرا تاثیرخشکی بر عملکرد گیاه بستگی به شدت میزان نور محیط دارد (کورو، ۲۰۰۶). تنش کمبود آب نیز در این مطالعه باعث کاهش فتوسنتز، هدایت روزنه­ای و مزوفیلی، کارایی مصرف آب، دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ای به محیطی و تعرق شد. در شرایط تنش خشکی، میزان دی­اکسیدکربن قابل دسترس برای فتوسنتز به واسطه کاهش هدایت ­روزنه­ای و مزوفیلی کاهش می­یابد (مهرجردی، ۱۳۹۱). بنابراین می­توان گفت که در این مطالعه هر دو عامل محدود کننده روزنه­ای و غیر روزنه­ای در کاهش فتوسنتز تاثیر داشتند. بررسی­های صورت گرفته در این تحقیق نیز حاکی از همبستگی مثبت و معنی­داری بین فتوسنتز، هدایت روزنه­ای و مزوفیلی و تعرق در هر دو گونه بود. در این مطالعه تنها در گونه وی­ول فتوسنتز با کارایی مصرف آب برگ و نسبت دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ای و نسبت دی­اکسیدکربن زیر روزنه­ به محیطی ارتباط منفی و معنی­داری را نشان داد. این می ­تواند به دلیل کاهش کمتر فتوسنتز در وی­ول نسبت به گونه بلوط ایرانی باشد که سبب تخریب آنزیم کربوکسیلاز و چرخه روبیسکو می­گردد و در نتیجه دی­اکسیدکربن زیر­روزنه­ای افزایش می­یابد (سی و سه مرده و همکاران، ۱۳۸۳). بنابر­این گونه وی­ول با حفظ کارایی مصرف آب برگ بالاتر و همچنین وجود همبستگی منفی و معنی­داری که فتوسنتز با نسبت دی­اکسید کربن زیر روزنه­ای و نسبت دی­اکسید کربن زیر روزنه­ای به محیطی داشت یک گونه متحمل در برابر خشکی می­باشد. زیرا گونه وی­ول در شرایط تنش خشکی همچنان به فتوسنتز خود ادامه می­دهد. از نتایج این تحقیق می­توان استنباط نمود که اگرچه گونه وی­ول می ­تواند فتوسنتز خود را تحت تنش خشکی بهتر حفظ کند، اما در شرایط بلندمدت مانند شرایط زاگرس که دارای فصل خشک طولانی هستند، ممکن است باعث کاهش زنده­مانی آن گردد. مطالعه بر روی نهال­های سه گونه بلوط زاگرس در عرصه هم نشان داد که نهال­های گونه بلوط ایرانی نسبت به دو گونه دیگر از زنده­مانی بالاتری برخوردار هستند (کریمی، ۱۳۹۲). اما این در حالیست که گونه بلوط ایرانی در مقایسه با گونه وی­ول از نرخ تبخیر و تعرق، فتوسنتز و کارایی مصرف آب برگ کمتر برخوردار بود و کاهش درصد تغییرات پارامتر­های تبادلات گازی تحت تنش شدید نسبت به کنترل در گونه بلوط ایرانی بیشتر بود و همچنین گونه بلوط ایرانی در تنش شدید از مکانیسم­های ریزش برگ­ها و کاهش میزان فتوسنتز و تعرق استفاده کرد. بنابراین به نظر می­رسد که گونه بلوط ایرانی نسبت به گونه وی­ول بیشتر از مکانیسم اجتناب از خشکی استفاده می­ کند.

۴-۷-۲- پیشنهادات

با توجه به اهمیت گونه­ های بلوط در جنگل­های زاگرس پیشنهاد می­ شود که، به منظور شناسایی گونه­ های مقاوم­تر یا مکانیسم­های موثرتر در مقاومت به خشکی، اندازه ­گیری پارامترها و عوامل رویشی و فیزیولوژیکی در دوره­ های طولانی­تر و در شرایط مزرعه­ای انجام شود.

با توجه به مطالب گفته شده و معنی­دار شدن زمان که تحت تاثیر میزان نور بود، از طرف دیگر از آنجا که نور در کنار دما و رطوبت به عنوان مهمترین عوامل محیطی تاثیرگذار در رشد گیاهان محسوب می­ شود، می­توان پیشنهاد داد که آزمایشاتی برای پی بردن به بهترین شدت نور یا میزان تاج پوشش برای احیاء گونه­ های مختلف بلوط در زاگرس انجام شود.

جهت استخراج RNA به دلیل تخریب سریع RNA پیشنهاد می­ شود از نمونه­های تازه برگ و ریشه استفاده شود. و از طرف دیگر جهت اعمال تنش خشکی در مطالعات مولکولی مخصوصا بیان ژن مدت زمان تنش خشکی کوتاه­تر باشد.

منابع و مآخذ

اسماعیلی، ا. (۱۳۸۰). “مکانیسم مقاومت به خشکی در گیاهان.” نشریه کشاورزی و صنعت مهر، (۲۷): ۵.

احمدی، ع. و د. آ. بیکر. (۱۳۷۹). عوامل روزنه­ای و غیرروزنه­ای محدودکننده فتوسنتز در گندم در شرایط تنش خشکی. مجله علوم کشاورزی ایران. ۳۱ (۴): ۸۲۵-۸۱۳.

ارجمند، ع. (۱۳۷۷). آنالیز تعدیل نیاز آبی سورگوم در حضور یون پتاسیم در شرایط آب و هوایی جنوب خوزستان. پایان نامه کارشناسی ارشد زراعت. دانشگاه آزاد اسلامی، واحد دزفول. ۱۱۹ ص.

افلاطون، م و م. دانشور. (۱۳۷۲). اثر کمبود آب بر عملکرد دانه و آب، معرفی چهار رقم سورگوم دانه ای در منطقه اصفهان، مجله علوم کشاورزی ایران.۲۴: ۴۵-۲۹.

باقری، ع. (۱۳۸۸). “اثر تنش خشکی بر جوانه زنی رشد، کارایی جذب و محتوی نسبی آب برگ.” پژوهش­های به زراعی (تنش­های محیطی در علوم گیاهی)، ۱(۱): ۳۹-۵۲.

بهنام­فر، ک. (۱۳۷۶). مطالع تاثیر کود پتاسیم بر ایجاد مقاومت به استرس خشکی و بازده مصرف آب در گیاه ذرت در شرایط آب و هوایی خوزستان . پایان نامه کارشتاسی ارشد زراعت. دانشگاه آزاد اسلامی، واحد اهواز. ۱۵۶ ص.

پناهی، پ.، (۱۳۸۶). بررسی کمی و کیفی قطعه خزر باغ گیاه­شناسی ملی ایران در راستای مدیریت بهینه آن. گزارش نهایی طرح تحقیقاتی جنگل­ها و مراتع کشور. ۷۸ ص.

پناهی، پ.، (۱۳۹۰). بررسی تنوع گونه­ های بلوط ایران با بهره گرفتن از ریز ریخت­شناسی برگ و دانه­ی گرده و تعیین موقعییت حفاظتی آن­ها. رساله دکتری رشته جنگلداری، دانشکده منابع طبیعی دانشگاه مازندران، ساری، ۱۸۶ص.

تره­گوبو، و. و ص. مبین. (۱۳۸۴). “راهنمای نقشه رویش ایران.” دانشکده منابع طبیعی، دانشگاه تهران، شماره ۱۴.

پور­هاشمی، م. (۱۳۸۲). بررسی تجدید حیات طبیعی گونه­ های مختلف بلوط در جنگل­های مریوان. رساله­ی دکتری جنگلداری، دانشکده منابع طبیعی دانشگاه تهران، کرج، ۱۶۶ ص.

ساکی­نژاد، ط. (۱۳۸۲). مطالعه اثر تنش آبی بر روند جذب عناصر ازت، فسفر، پتاسیم و سدیم در دوره­ های مختلف رشد، با توجه به خصوصیات مورفولوزیک و فیزیولوژیک گیاه ذرت در شرایط آب و هوایی اهواز. پایان نامه دوره­ دکترای تخصصی فیزیولوژی گیاهان زراعی. دانشگاه آزاد اسلامی واحد علوم و تحقیقات اهواز. ۲۸۸ص.

سپهری، ع.، مدرس­ثانوی، م.، قره­یاضی، ب. و یمینی، ی. (۱۳۸۱). تاثیر تنش آب و مقادیر مختلف نیتروژن بر مراحل رشد و نمو. عملکرد و اجزای عملکرد ذرت. مجله علوم زراعی ایران. ۴(۳): ۱۸۴-۲۰۱.

سرمدنیا، ع. (۱۳۷۶). بررسی مقاومت به خشکی توده های گندم دیم در مرحله جوانه­زنی مجموعه مقالات اولین کنفرانس تحقیقات مسائل دیم در ایران. دانشگاه فردوسی مشهد. ۸۰-۵۷ ص.

سرمدنیا، غ. (۱۳۷۲). اهمیت تنش های محیطی در زراعت. مجموعه مقالات کلیدی اولین کنگره زراعت و اصلاح نباتات ایران، دانشکده کشاورزی کرج، دانشگاه تهران. ۵۴-۴۷.

سرمدنیا غ، و کوچکی ع. (۱۳۶۸). فیزیولوژی گیاهان زراعی. انتشارات جهاد دانشگاهی دانشگاه فردوسی مشهد، ۴۶۷ ص.

ثابتی، ح. (۱۳۷۳). جنگل­ها، درختان و درختچه­های ایران. انتشارات دانشگاه یزد، چاپ دوم، ۸۷۶ ص.

شریعت، آ. و م. ح. عصاره (۱۳۸۷). ” اثر تنش خشکی بر رنگیزه­های گیاهی، پرولین، قندهای محلول و پارامترهای رشد چهار گونه اکالیپتوس.” مجله منابع طبیعی. ۱۵ (۶): ۱۴۰-۱۴۸.

طالبی، م.، خ. ثاقب طالبی و ح. جهانبازی گوجانی (۱۳۸۵). “بررسی نیاز رویشگاهی و برخی خصوصیات کمی و کیفی بلوط ایرانی.” فصلنامه‌ی علمی پژوهشی تحقیقات جنگل و صنوبر، ۱۴: ۷۹-۶۷.

طاهری، ه. (۱۳۸۴). بررسی الگوی بیان MAP کیناز­ها تحت تنش خشکی در گندم نان. چهارمین همایش ملی بیوتکنولوژی، کرمان. ۳ ص.

طاهری آبکناری، ک.، پیله­ور، ب. (۱۳۸۷). جنگل­شناسی. چاپ اول. انتشارات حق­شناس. ۲۱۶ ص.

طباطبایی، م.، و ف، قصریانی. (۱۳۷۱). منابع طبیعی کردستان (جنگل­ها و مراتع). انتشارات جهاد دانشگاهی، تهران، ۸۴۶ ص.

حسینی، ا.، م. ح. معیری و ح. حیدری(۱۳۸۷). اثر تغییرات ارتفاع از سطح دریا در زادآوری طبیعی و سایر خصوصیات کمی و کیفی بلوط غرب. مجله علوم کشاورزی و منابع طبیعی، (۱)۱۵: ۶۴- ۷۵.

حکمت شعار، ح. (۱۳۷۲) ، فیزیولوژی گیاهان درشرایط دشوار، (ترجمه) انتشارات نیکنام. ۲۵۱ ص.

دهداری، ا. (۱۳۸۹). تالیف دومینیینکو. نشانگر­های مولکولی در ژنتیک گیاهی و فناوری زیستی، انتشارات دانشگاه یاسوج. ۲۸۹ ص.

دیوان­فر، ر. (۱۳۶۱). بررسی ساختمان تانن و موارد مصرف آن در صنعت. سمینار کاربرد میوه بلوط در تغذیه دام و صنایع، یاسوج، ۱۰۰ - ۱۱۱ .

ذوالفقاری، ر. (۱۳۸۷). بررسی مقاومت به خشکی نهال­های بلوط ایرانی با بهره گرفتن از نشانگرهای مرفولوژیکی، فیزیولوژیکی، بیوشیمیایی ومولکولی. پایان نامه دوره دکتری جنگلداری، دانشگاه تربیت مدرس، ۱۷۱ ص.

راد، م. ه.، م. ع. مشکوه و م. سلطانی. (۱۳۸۸). ” تاثیر تنش خشکی بر برخی از خصوصیات مرفولوژیکی گیاه تاغ.” فصلنامه علمی- پژوهشی تحقیقات مرتع و بیابان ایران، ۱۶(۱): ۳۴-۴۳.

رفیعی، م. (۱۳۸۱). اثرات تنش کمبود آب، روی و فسفر بر شاخص­ های رشد و عملکرد کمی و کیفی ذرت دانه­ای. پایان نامه­ دکترای تخصصی فیزیولوژی گیاهی زراعی. دانشگاه آزاد اسلامی، واحد علوم و تحقیقات اهواز. ۱۴۲ص.

رعنائیان، ن.، ع. عباسی و ح. زینالی خانقاه. (۱۳۹۲). تشدید بیان ژن توکوفرول سیکلاز(At.TC) در گیاه توتون .(Nicotiana tabacum L.) مجله علمی پژوهشی زیست فناوری گیاهان زراعی، ۳ (۴): ۱۵۶-۱۴۹٫

زهراوی، م. (۱۳۷۸). تجزیه ژنتیکی مقاومت به خشکی در گندم. پایان نامه کارشناسی ارشد دانشگاه رازی. ۱۵۸ ص.

چیذری، ا. (۱۳۸۴). مدیریت منابع آبی از طریق تخصیص بهینه آب بین اراضی زیر سدها(مطالعه موردی سد بارز و شیروان). پژوهش و سازندگی، (۴)۱۸: ۵۲-۴۰.

جزیره­ای، م. ح.، و م. ابراهیمی رستاقی. (۱۳۸۲). جنگل­شناسی زاگرس. موسسه­ی انتشارات وچاپ دانشگاه تهران، ۵۶۰ ص.

صادقی، ا.، عصاره، م. ح.، و م، توکلی. (۱۳۸۸). زنبور­های گالزای بلوط ایران. انتشارات موسسه تحقیقات جنگل­ها و مراتع کشور، تهران، ۲۸۶ ص.

حاجی میرزایی، ا. (۱۳۸۵). بررسی اثر تنش خشکی بر روی برخی فعالیتهای فیزیولوژیکی بنه. پایان نامه کارشناسی ارشد دانشگاه گیلان، ۱۸۵ ص.

خویدکی، ح. (۱۳۸۹). بررسی مقایسه­ ای اثر تنش خشکی بر میزان تغیرات پرولین در گیاه نوروزک در محیط کشت خاک و این­ویترو. فصلنامه علوم زیستی دانشگاه ازاد اسلامی واحد زنجان، (۴)۱۲: ۱۱۵-۱۰۵.

فتاحی، م. (۱۳۷۳). بررسی جنگل­های بلوط زاگرس و مهم­ترین عوامل تخریب آن. انتشارات موسسه تحقیقات جنگل­ها و مراتع کشور، تهران، ۶۳ ص.

لسانی، ح. و م. مجتهدی. (۱۳۸۱). مبانی فیزیولوژی گیاهی. ترجمه. انتشارات دانشگاه تهران. ۷۲۶ ص.

محمدی، ر. (۱۳۷۹). تعیین محل کروموزومی ژن های مقاوم به خشکی در چاودار و آگروپایرون. پایان نامه کارشناسی ارشد دانشگاه رازی، ۱۷۲ ص.

مظفریان، و. (۱۳۸۳). درختان و درختچه­های ایران، انتشارات فرهنگ معاصر تهران، ۲۷۳-۲۸۹ ص.

ملکوتی، م .ج.، مجیدی، ع. سرچشمه‌پور، م. و دهقانی، ف. (۱۳۸۴). شناخت ناهنجاری‌های تغذیه‌ای، تعیین معیارهای کیفی و حد مطلوب غلظت عناصر غذایی در میوه‌های تولیدی در خاکهای آهکی ایران، انتشارات سنا، تهران، ۴۵۲ ص.

مروی مهاجر، م. ر. (۱۳۸۵). جنگلشناسی و پرورش جنگل، چاپ دوم. انتشارات دانشگاه تهران، ۳۸۷ ص.

منصوری، ش. و همکاران. (۱۳۹۰). ارزیابی تحمل به شوری ژنوتیپ های برنج ایرانی در محیط کشت هیدروپونیک بر اساس شاخص های تحمل و حساسیت به تنش. نشریه پژوهشهای زراعی ایران، (۴)۹ :۷۰۳-۶۹۴.

نقوی، م. ر.، قره یاضی، ب. و حسینی سالکده، ق. (۱۳۸۴). نشانگر مولکولی. انتشارات دانشگاه تهران، چاپ اول، ۳۲۰ ص.

نوروزی، پ. (۱۳۸۳). روش کلاسیک و مهندسی ژنتیک برای ایجاد تحمل به تنش خشکی در گیاهان. فصلنامه علمی ترویج خشکی و خشکسالی، ۴۶: ۱۱-۴۳.

کافی، م. (۱۳۷۹). تالیف آ. اس. بسرا و بسرا، ر. ک. مکانیسم­های مقاومت به تنش­های محیطی در گیاهان، انتشارات دانشگاه فردوسی مشهد، ۳۹۰ ص.

کافی، م. و ع. دامغانی (۱۳۸۶). مکانیسم­های مقاومت گیاهان به تنش­های محیطی، انتشارات جهاد دانشگاهی­ مشهد، ۹۰ ص.

کریمی، م و س. زینلی (۱۳۸۳). تالیف ام. جی. مک فرسون و اس. جی. مولر. مبانی و کاربرد­های آزمایشگاهی PCR. انتشارات تهران. چاپ اول. ۱۶۵ص .

کردوانی، پ. (۱۳۶۹). مناطق خشک، انتشارات دانشگاه تهران، ۸۷ ص.

گل پرور، ا. (۱۳۸۵). تجزیه عاملی صفات مرفولوژیک و مورفوفیزیولوژیک در ژنوتیپ های گندم نان تحت شرایط تنش و بدون تنش خشکی. نشریه پژوهش و سازندگی، (۲)۱۸: ۱۴۴-۱۵۵.

هاشمی­نیا، م. و غ. حق نیا (۱۳۷۸). تالیف دی و لودک. عناصر غذایی در محیط­های بیابانی و خشک، انتشارات دانشگاه فردوسی مشهد، ۱۸۳ ص.

یزدی صمدی، ب. ولی­زاده، م. (۱۳۸۰). تالیف تی. ای. برون. ژنتیک از دیدگاه مولکولی. انتشارات تهران. ۴۴۷ ص.

Abrams, M. D. (1986). “Physiological plasticity in water relation and leaf structure of understory versus open-grown Cercis canadensis L. in northest Kansas.” Canadian Journal of Forest Research, 16: 1170-1174.

Abrams, M. D. 1988. Comparative water relations of three successional hardwood species in central Wisconsin. Tree Physiology, 4: 263- 273.

Abrams, M. D., M. E. Kubisk and S. A. Mostoller (1994)."Relating wet and dry year ecophysiology to leaf structure in contrasting temperate tree spicies.” Ecology, 75: 123-133

Abrams, M. D. (1990). Adaptations and responses to drought in Quercus species of North America. Tree Physiology, 7: 227–۲۳۸٫

Acherar, M. and S. Rambal. (1992)."Comparative water relations of four Mediterranean oak species."Vegetatiotion, 99: 177-184.

Ahmadi, A. and A. Siosemarde. (2005). “Investigation physiological basis of grain yield and drought resistance in Weat. Leaf photosynthetic rate. Stomatal conductance and non- stomatal lilitation.” Agricalture and Biology, 7(5): 807-811.

Akhondi, M., A. Safarnejad, and M. Lahouti. (2006). Effect of drought stress on proline accumulation and mineral nutrients changes in alfalfa (Medicago sativa L.). Journal of Science and Technology of Agriculture and Natural Resources, 10: 165-174.

Allen, C. D. and D. D. Breshears, (1998). Drought-induced shift of a forest-woodland ecotone: rapid landscape response to climate variation. National Academy of Sciences, The United States of America , 95: 14839–۱۴۸۴۲٫

Allen, C. D., A. K. Macalady, H. Chenchouni, D. Bachelet, N. McDowell, and M. Vennetier. (2011). A global over­view of drought and heat-induced tree mortality reveals emerging climate change risks for forests. Forest Ecology and Management, 259: 660–۶۸۴٫

Andrew, K. B., G. L. Hammer, and R. G. Henzell. (2000). Does maintaining green leaf area insorghum improve yield under drought? II. Dry matter production and yield. Crop Science, 40(4): 1037-1048.

Aranda, I., L. Gil, J. Pardos. (2005). Effects of the interaction between drought and shade on water relations, gas exchange and morphological traits in cork oak (Quercus suber L.) seedlings. Forest Ecology and Management, 2(10): 117–۱۲۹٫

Arena, C., L. Vitale and A. Virzo de Santo. (2008). “Photosynthesis and photoprotective strategies in Laurus nobilis L. and Quercus ilex L. under summer drought and winter cold’,Plant Biosystems .” Plant Biology, 142 (3): 472 - 479.

Arnon, I. (1972). “Crop Production in Dry Regions Wheat. Leonard Hill London.azetidine-2-carboxylic acid resistant cell lines by in vitro mutagenesis in rice (Oryza sativa L.).” Journal of Plant Biotechnology, 5: 43–۴۹٫

Arraudeau, M. A. (1989). Breeding strategies for drought resistance. In: Baker ,F.W.G.(ed.), Drought resistance in cereals. C.A.B. Inter national. Pp: 107-116.

Babu V. R., and D. V. M. Rao. (1983). Water stress adaptations in the ground nut (Arachis hypogaea L.) foliar characteristics and adaptations to moisture stress, Plant Physiology & Biochemistry, 10: 64–۸۰٫

Babu, H. K. and G. S. Prakash, (2006). Effect of water stress and rootstock on leaf mineral composition of grape. Indian Journal of Horticuiture, 28: 158-169.

Bachem, C. W. B., R. S. Van der Hoeven, S. M. De Bruijn, D. Vreugdenhil, M. Zabeau, and R. G. F. Visser. (1996). Visualisation of differential gene expression using a novel method of RNA finger-printing based on AFLP: Analysis of gene expression during potato tuber development. Plant Journal, 9: 745-753.

Bachem, C. (1998). Transcript Imaging with cDNA-AFLP: A Step-by-Step Protocol. Plant Molecular Biology Reporter, 16: 157 –۱۷۳٫

Bacanamwo, M. and L. C. Purcell. (1999). Saybean root morphological and anatomical traits associated with acclimation to flooding.Crop Scientific, 39: 143-149

Bachelard, E. P. (1986). “Effects of soil moisture on the growth of seedlings of three eucalypt species. II growth effects.” Australian Forest Research, 16: 51–۶۱٫

Bargaly, K. and A. Tewarii. (2004). “Growth and water relation parameters in drought-stressed Coriaria nepalensis seedling.” Jornal of Aride Environment, 58: 505-512.

Bartels, D. and R. Sunkar. (2005). Drought and salt tolerance in plants. Critical Reviews in Biochemistry and Molecular Biology. Plant Scientific, 24: 23–۵۰٫

Basu, M. S. and P. C. Nautiyal. (2004). “Improving water use efficiency and drought tolerance in Bates, L.S., Waldron, R.P., and Teare, I.D. (1973). Rapid determination of free proline for water stress studies.” Plant Soil, 39: 205-217.

Barry, K. M., N. W. Davies and C. L. Mohammed. (2001). “Identification of Hydrolysable Tannins in the Reaction Zone of Eucalyptus nitens Wood by High Performance Liquid Chromatography– Electrospray Ionisation Mass Spectrometry. Phytochemical. 12: 120-127.

Basak, B. and Biswas, D. (2009). Influence of potassium solubilizing microorganism (Bascillus mucilaginosus) and waste mica on potassium uptake dynamics by Sudan grass (Sorghum vulgare Pers.) grown under two Alfisols. Plant Soil, 317: 235-255.

Bazzaz, F. A. (1979). ” the physiological ecology of plant succession.” Annual review of ecology and systematic, 110: 351-371

Bauerle, W. L., G. Geoff Wang, J. D. Bowewn and C. M. Hong. (2006). “An analysis of ecophysiological response to drought in American Chestnut.” Annals of Forest Science, 63: 833-842.

Behboudian, M. H., E. Torokfalvy and R. R. Walker. (1986). “Effects of salinity onionic content, ater relations and gas exchange parameters in some Cirus section-rootstock combinations.” Scietia Horiculturae, 28: 101-116.

Benowicza, A. and Y. A. El-Kassaby. (1999). Genetic variation in mountain hemlock(Tsuga mertensiana Bong.):quantitative and adaptive attributes. Forest Ecology and Management, 123: 205-215.

Benowicz, A., L. S. Hirondelle, and Y. A. El-Kassaby. (2001). Patterns of geneticvariation in mountain hemlock (Tsuga mertensiana (Bong.) Carr.) with respect to heightgrowth and frost hardiness. Forest Ecology and management, 154: 23-33.

Bhagsari, A. S., R. H. Brown, and J. S. Schepers. (1976). Effect of moisture stress on photosynthesis and some related physiological characteristics in Peanuts, Crop Science, 16: 712–۷۱۵٫

Bray, E. (1997). “Plant responses to water deficit.” Trends in Plant ScienceDirect, 2: 48-54.

Blume, A. (1986). Breeding crop varieties for stress environment. Critical Reviews in plant Sciences, 2: 199-238

Blum, A., J. Mayer, and G. Gozland. (1982). Infrared thermal sensing of plant canopies as a sereening technique for dehydration avoidance in wheat. Field Crops Research, 5: 137- 146.

Boot, R. G. A. (1989). The significance of size and morphology of root systems for nutrient acquisition and competition. In: Lambers H, Cambridge M, Konings H, Pons T (eds) Causes and conse- quences of variation in growth rate and producivity of higher plants. SPB, The Hague, pp 299–۳۱۱٫

Borgardt, S. J. and B. Pigg. (1999)."Anatomical and developmental study of petrified quercus (fagaceae) fruits from the middle Miocene, Yakima Canyon, USA.” American Journal of Botany, 86: 307-325

Boudru, M. (1961). Geographie Forestieere. Gembloux, Belgique: Institut Agronomique de I’Etata.

Bohnert, H. J., D. E. Nelson, and R. G. Jensen. (1999). Adaptations to environmental stresses. Plant Cell Physiology, 7: 1099-1111.

Candon, A. G., R. A. Richards, G. J. Rebetzke and G. D. Farouhar. (2002). Improving instrinsic water use effeiciency and crop yield. Crop Science, 42: 122-131.

Carlson, J. B. and N. R. Lersten, (1987). “Reproductive morphology Soybean: Improvement, production, and uses Caldwel. ” In: B.E. 2nd (eds), pp.95–۱۳۴٫

Campalans, A., M. Pages, and R. Messeguer. (2001). Identification of differentially expressed genes by the cDNA-AFLP technique during dehydration of almond (Prunus amygdalus). Tree Physiology, 21: 633–۶۴۳٫

Chang, S., J. D. Puryear, M. A. Dias, E. A. Funkhouser, R. J. Newton and J. Cairney. (1996). Gene expression under water deficit in loblolly pine (Pinus taeda): isolation and char­acterization of cDNA clones. Plant Physiology, 97: 139–۱۴۸٫

Chatzoulaksia, K., A. Patakasb, G. Kofidisc, A. Bosabalidisc and R. Nastoub (2002). “Water stress affects on leaf anatomy, gas exchange, water relations and growth of two avocado cultivars.” Scientia Horticulturae, 95: 39-50

Clarke, J. M. and T. F. Townley-Smit, (1986). “Hertability and relation ship to yield of excisted leaf water retention in durum wheat.” Crop Science, 26: 289-292.

Coelho, A., M. Horta and D. Meres. (2007). Involvement of a cinnamyl alcohol dehydrogenase of Quercus suber in the defense response to infection by Phytophthora cinnamomi. Physiological and Molecular Plant Pathology, 69: 62–۷۲٫

Coopman, R. E., J. C. Jara and L. J. Corcuera. (2010). “Genotypic variation in morphology and freezing resistance of Eucalyptus globules seedlings subjected to drought hardeningin nursery.” Electronical Journal of Biotechnology, 13(1): 2-9.

Critchfield, W. B. (1967). “crossability and relationships of the California closed cone pines. ” Silvae Genetca, 13(3): 89-97.

Chapin. F. S. (1980). “The mineral natrition of wild plants.” Annual review of ecology and systematic, 11: 233-260.

Cox, T. S., J. P. Murphy, and D. M. Rodgers. (1986). Changes in genetic diversity in thered winter wheat regions of the United States.Proceedings of the National Academy of Sciences, 83: 5583-5586.

Damesin, C and S. Rambal. (1995). “Performance by a meditaranean desiduous oak tree (Quercus pubescens) during a severe summer drought.” New phytologest, 131(2): 159-167.

Diallo, A. T., P. I. Samb and H. Roy-Macauley. (2002). “Water status and stomatal behavior of cowpea, Vignna unguiculata (L.) Walp, plant inoculated with two Glomus species at low soil moisture levels.” European Journal of Soil Biology, 37: 187-196

Dickson. R.E. and P.T. Tomlinson (1996). “Oak growth, development and carbon metabolism in response to water in response to water stress.” Annales des Science Forestieres, 53: 181-196.

Ditimarova, L., D. Kurjak, S. Palmroth, J. Met and K. Strelcova. (2009). “Physiological responses of Norway spruce (Picea abies) seedlings to drought stress.” Tree Physiology, 30: 205–۲۱۳٫

Dubos, C., G. Le Provost, D. Pot, F. Salin, C. Lalane, and D. Madur. (2003). Identification and characterization of water-stress-responsive genes in hydroponically grown mari­time pine (Pinus pinaster) seedlings. Tree Physiology, 23: 169–۱۷۹٫

Edmeads, G. O., J. Bolanos, and R. A. Fisher. (1989). Traditional approaches to breeding for drought resistance in cereals. In: Proceedings of Baker, F. W. G.(eds). Drought resistance in cereals CAB International, PP: 27-52.

Epron, D. (1997). “Effects of drought on photosynthesis and on the thermotolerance of photosystem II in seedlings of cedar (Cedrus atlantica and C. libani).” Jurnal of experimental botany, 48(10): 1835-1841.

Epron. D. and E. Dreyer (1993). “Long-term effect of drought on photosynthesis of adult oak trees (Quercus petraea Liebl and Quercus robur) in a natural stand.” New Phytology, 125: 381-389.

Ehleringer, J. (1980). Leaf morphological and reflectance in relation to water stress.In:Turnur,N.C., and P.J.Kramer (eds.), Adaptation of plants to water and Hight Temperature stress. Wiley Interscience, New York, pp: 295-308

Ellsworth, D. S. and P. B. Reich. (1992). Water relations and gas exchange Acer saccharum seedlings in contrasting natural light and waterregimes. Tree Physiologey, 10: 1–۲۰٫

Engelbrecht, B. M. J., L. S. Comita, R. Condit, T. A. Kursar, M. T. Tyree, and B. L. Turner. (2007). Drought sensitivity shapes species distribution patterns in tropical forests. Nature, 447: 80–۸۲٫

Farshadfar, E., Mohammadi, R., Aghaee, M., and Sutka, J. (2003). Identification of QTLs involved in physiological and agronomic indicators of drought tolerance in rye using a multipleselection index. Acta Agronomica Hungari, 51: 419-428.

Fayyaz, P. (2008). Effect of salt stress on ecophysiological and molecular characteristics of PopoluseuphraticaOlive., Populus x canescens (Aiton) Sm. And Arabidopsis thaliana L. ISBN, 10: 386727536X, p: 311.

Fischer, R. A. and N. C. Turnur. (1987). Plant productivity in the arid and semi-arid zones.Ann.Rev.Plant Physiology, 29: 277-317

Flexas, J. and H. Medrano. (2002). “Drought-inhibition of photosynthesis in C3- plants: Stomatal and nonstomatal limitation revisited.” Annals of Botany, 183: 183-189.

Flexas, J., M. Baron, J. Bota, J. M. Ducruet, A. Galle, J. Galmes, M. Jimenez.A. Poul, C. Sajnani, M. Tomas and H. Medrano. (2009). “Photosynthesis limitations during water stress acclimation and recovery in the drought-adapted Vitis hybrid Richter-110 (V. berlandieri. V. rupestris).” Journal of Experimental Botany, 60(8): 2361–۲۳۷۷٫

Fort, C., M. L. Fauveau, F. Muller, P. label, A. Granier and E. Dreyer. (1997). “Stomatal conductance, growth and root signaling in young oak seedlings subjected to partial soil drying.” Tree Physiology, 17: 281-289.

Fokar, M., A. Blum and H. T. Nguyen. (1998). “Heat tolerance in spring wheat. II Grain filling.” Euphytica, 104: 9-15.

Foyer, C. H., M. Leadis and K. J. Kunert. (1994). Photo oxidative stress in plants. Plant Physiology, 92: 696-717.

Gabriels, H. E., L. W. Frank and H. A. Joosten. (2006). cDNA-AFLP Combined with Functional Analysis Reveals Novel Genes Involved in the Hypersensitive Response. The American Phytopathological Society, 19: 567-576.

Gardiner, E. S., and J. D. Hodges. (1996). Physiological, morphological and growth responses to rhizosphere hypoxia by seedlings of North American bottom-land oaks. Annals of Forest Science, 53: 303-316.

Gao, F., Z. Hongliang, W. Haiguang and G. Hong. (2009). Comparative transcriptional profiling under drought stress between upland and lowland rice (Oryza sativa L.) using cDNA-AFLP. Chinese Science Bulletin, 54: 3555-3571.

Gapto, S., R. Bharalee, Bhorali. (2012). Molecular Analysis of Drought Tolerance in Tea by cDNA-AFLP Based Transcript Profiling. Molecular Biotechnology, 10.1007-12033.

Gerunzweig, J. M., Y. Carmel, J. Riov, N. Sever, D. D. Mc.creary and H. Flather. (2008). “Growth resource storage, and adaptation to drought in California and eastern Mediterranean.” Canadian Journal of Forest Research, 38: 331-342.

Gessler, A., C. Keitel, M. Nahm and H. Rennenberg. (2004). “Water shortage affects Water shortage affects the water and nitrogen balance in central European beech forests.” Plant Biology, 6: 289-298.

Gieger, T. and F. M. Thomas. (2002). “Effects of defoliation and drought stress on biomass partitioning and water relations of Quercus robur and Quercus petraea.” Basic and Applied Ecology, 3: 171-181.

Gieger, T. and F. M. Thomas. (2005). “Differential response of two Central-European oak species to single and combined stress factors. ” Trees, 19: 607- 618.

Gordon, D. R., J. M. Walker, J. W. Menke and K. J. Rice. (1989). “Competition for soil water between annual plants and blue oak (Quercus douglasii) seedling ecologia, 79: 533-541.

Hamrick, J. L., M. J. W. Godt, D. A. M. D. MurawskiLoveless. (1991). Correlations between species traits and allozyme diversity: implications for conservation biology. pp. 75-86. in: Genetics and Conservation of Rare plants, D. A. Falk. (Eds). and Holsinger, K.E., Oxford